UNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN CRISTÓBAL DE HUAMANGAUNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN CRISTÓBAL DE HUAMANGAUNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN CRISTÓBAL DE HUAMANGAUNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN CRISTÓBAL DE HUAMANGAUNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN CRISTÓBAL DE HUAMANGAUNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN CRISTÓBAL DE HUAMANGAUNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN CRISTÓBAL DE HUAMANGAUNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN CRISTÓBAL DE HUAMANGAUNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN CRISTÓBAL DE HUAMANGAUNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN CRISTÓBAL DE HUAMANGAUNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN CRISTÓBAL DE HUAMANGAUNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN CRISTÓBAL DE HUAMANGAUNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN CRISTÓBAL DE HUAMANGAUNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN CRISTÓBAL DE HUAMANGAUNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN CRISTÓBAL DE HUAMANGAUNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN CRISTÓBAL DE HUAMANGAUNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN CRISTÓBAL DE HUAMANGA FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIASFACULTAD DE CIENCIAS AGRARIASFACULTAD DE CIENCIAS AGRARIASFACULTAD DE CIENCIAS AGRARIASFACULTAD DE CIENCIAS AGRARIASFACULTAD DE CIENCIAS AGRARIASFACULTAD DE CIENCIAS AGRARIASFACULTAD DE CIENCIAS AGRARIASFACULTAD DE CIENCIAS AGRARIASFACULTAD DE CIENCIAS AGRARIASFACULTAD DE CIENCIAS AGRARIASFACULTAD DE CIENCIAS AGRARIASFACULTAD DE CIENCIAS AGRARIASFACULTAD DE CIENCIAS AGRARIASFACULTAD DE CIENCIAS AGRARIASFACULTAD DE CIENCIAS AGRARIASFACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS ESCUELA PROFESIONAL DE AGRONOMÍAESCUELA PROFESIONAL DE AGRONOMÍAESCUELA PROFESIONAL DE AGRONOMÍAESCUELA PROFESIONAL DE AGRONOMÍAESCUELA PROFESIONAL DE AGRONOMÍAESCUELA PROFESIONAL DE AGRONOMÍAESCUELA PROFESIONAL DE AGRONOMÍAESCUELA PROFESIONAL DE AGRONOMÍAESCUELA PROFESIONAL DE AGRONOMÍAESCUELA PROFESIONAL DE AGRONOMÍAESCUELA PROFESIONAL DE AGRONOMÍAESCUELA PROFESIONAL DE AGRONOMÍAESCUELA PROFESIONAL DE AGRONOMÍAESCUELA PROFESIONAL DE AGRONOMÍAESCUELA PROFESIONAL DE AGRONOMÍAESCUELA PROFESIONAL DE AGRONOMÍAESCUELA PROFESIONAL DE AGRONOMÍA TRATAMIENTOS DE ILUMINACIÓN, TIEMPO DE GERMINACIÓN Y TEMPERATURA DE CONSERVACIÓN EN GERMINADOS DE ACCESIONES DE QUINUA (Chenopodium quinoa). AYACUCHO TESIS PARA OBTENER EL TÍTULO PROFESIONAL DE: INGENIERA AGRÓNOMA PRESENTADO POR: DIANE SUSAN CENTENO CASAVERDE AYACUCHO − PERÚ 2017 Con eterno amor a Dios por ser mi guía en el camino de la felicidad. Con mucho cariño y eterna gratitud a mis queridos padres Amador y Joaquina. A mis hermanos Henry, Maycol, Wilber y Nayda. A mi tío Charles Centeno. A mi amado Ken. AGRADECIMIENTOS A la Universidad Nacional de San Cristóbal de Huamanga, Facultad de Ciencias Agrarias, Escuela Profesional de Agronomía y a todos los docen- tes que la integran por el aporte fundamental en mi formación profesional. Al M. Sc. Germán Fernando De la Cruz Lapa y al M. Sc. Francisco Conde- ña Almora, asesor y colaborador de la presente tesis respectivamente; por sus orientaciones, apoyo, tiempo, paciencia, experiencia y conocimientos brindados durante el desarrollo del presente trabajo de investigación. A los ingenieros Julio Danilo Vilca Vivas y Efigenio Quispe Curi por sus acertados consejos. A Ken Esparta Ccorahua por su apoyo intelectual y emocional. A mis compañeros y amigos Francisca del Pilar Gálvez, Leidy Mayra Hua- maní, Yesenia Canchari, Delia Mallqui, Leydi Escalante, Jesús Pozo, Rocío Medina, Yuri Pacotaype, Nelson Vilcatoma, Gerónimo Quispe, María Mejía y a todas las personas que me brindaron su apoyo antes, durante y después de la ejecución de la presente tesis. RESUMEN En el trabajo de investigación se muestra la selección de accesiones de qui- nua del banco de germoplasma del LGBV-EPA-UNSCH, adecuadas para la producción de germinados, la evaluación de tres tipos de iluminación (luz continua, oscuridad continua y 12 horas luz-12 horas oscuridad) y tres tiem- pos de germinación (24, 48 y 72 horas) en la producción de germinados de las accesiones seleccionadas, así como tres temperaturas de conservación (5°C, 8°C y temperatura ambiente) de los germinados almacenados por 15 días. Para ello, el trabajo se dividió en tres fases (selección, producción de germinados y conservación), las cuales fueron conducidas bajo el diseño completamente randomizado (DCR), con arreglo factorial para la fase de producción de germinados. Los resultados muestran que 10 accesiones presentan características adecuadas para la producción de germinados, siendo las condiciones óptimas de producción en oscuridad continua du- rante 72 horas, por presentar mayor contenido de proteínas y la aceptación sensorial de los jurados. Además, bajo estas condiciones, cuatro accesio- nes presentan el mayor índice de conversión, porcentaje de germinación y longitud del hipocótilo. Finalmente, se observa que a 8°C los germinados de quinua se conservan con menor pérdida de peso durante 15 días. ÍNDICE GENERAL INTRODUCCIÓN 1 I REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA 4 1.1 BANCO DE GERMOPLASMA . . . . . . . . . . . . . . . . . 4 1.1.1 Banco de germoplasma de quinua . . . . . . . . . . . 5 1.1.2 Accesión . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 6 1.2 GERMINACIÓN . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 6 1.2.1 Proceso de germinación . . . . . . . . . . . . . . . . . 7 1.2.2 Absorción de agua . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 8 1.2.3 Respiración . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 9 1.2.4 Metabolismo de la germinación . . . . . . . . . . . . . 11 1.2.5 Movilización de las sustancias de reserva . . . . . . . 13 1.2.6 Factores que influyen en la germinación . . . . . . . . 15 1.3 GERMINADOS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 19 1.3.1 Ventajas de los germinados . . . . . . . . . . . . . . . 20 1.3.2 Métodos de germinación . . . . . . . . . . . . . . . . . 22 1.3.3 Proceso de producción de germinados . . . . . . . . 23 1.3.4 Consideraciones generales . . . . . . . . . . . . . . . 24 1.4 GERMINADOS DE QUINUA . . . . . . . . . . . . . . . . . . 26 1.4.1 Proceso de producción . . . . . . . . . . . . . . . . . . 26 1.4.2 Contenido nutricional . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 29 1.4.3 Usos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 31 1.4.4 Conservación . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 31 II MATERIALES Y MÉTODOS 32 2.1 UBICACIÓN . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 32 2.2 MATERIAL GENÉTICO EMPLEADO . . . . . . . . . . . . . . 32 2.3 METODOLOGÍA EXPERIMENTAL . . . . . . . . . . . . . . . 33 2.3.1 Variables y factores en estudio . . . . . . . . . . . . . 33 2.3.2 Diseño experimental . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 34 2.3.3 Croquis de la distribución de tratamientos . . . . . . . 39 2.4 INSTALACIÓN Y CONDUCCIÓN DEL EXPERIMENTO . . . 42 2.4.1 Fase de selección de accesiones de quinua del banco de germoplasma del LGBV . . . . . . . . . . . . . . . 42 2.4.2 Fase de producción de germinados . . . . . . . . . . . 44 2.4.3 Fase de conservación de germinados . . . . . . . . . 45 2.5 VARIABLES EVALUADAS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 45 2.5.1 Fase de selección . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 45 2.5.2 Fase de producción de germinados . . . . . . . . . . . 47 2.5.3 Fase de conservación . . . . . . . . . . . . . . . . . . 50 2.6 PROCESAMIENTO DE DATOS . . . . . . . . . . . . . . . . . 50 III RESULTADOS Y DISCUSIÓN 52 3.1 FASE DE SELECCIÓN DE ACCESIONES DE QUINUA DEL BANCO DE GERMOPLASMA DEL LGBV . . . . . . . . . . . 52 3.1.1 Peso de 1000 semillas . . . . . . . . . . . . . . . . . . 53 3.1.2 Porcentaje de germinación . . . . . . . . . . . . . . . 56 3.1.3 Índice de conversión . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 58 3.1.4 Diámetro de semilla . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 60 3.1.5 Espesor de semilla . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 62 3.1.6 Contenido de saponina . . . . . . . . . . . . . . . . . 64 3.2 FASE DE PRODUCCIÓN DE GERMINADOS . . . . . . . . . 71 3.2.1 Porcentaje de germinación (%) . . . . . . . . . . . . . 71 3.2.2 Longitud del hipocótilo (cm) . . . . . . . . . . . . . . . 75 3.2.3 Índice de conversión . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 78 3.2.4 Evaluación sensorial (escala hedónica) . . . . . . . . 82 3.2.5 Contenido de proteína bruta (%) . . . . . . . . . . . . 86 3.3 FASE DE CONSERVACIÓN . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 89 3.3.1 Peso de germinado (%) . . . . . . . . . . . . . . . . . 89 IV CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES 91 4.1 CONCLUSIONES . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 91 4.2 RECOMENDACIONES . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 92 REFERENCIA BIBLIOGRÁFICA 94 ANEXO 103 ÍNDICE DE TABLAS 1.1 Análisis proximal, contenido de minerales y vitaminas en ba- se seca de granos de quinua (Chenopodium quinoa) sin ger- minar y germinadas durante 24 horas. . . . . . . . . . . . . . 30 2.1 Tratamientos (T) de la fase de selección constituidos por 98 accesiones de quinua (Chenopodium quinoa) del Banco de Germoplasma del LGBV. Huamanga-Ayacucho, 2016. . . . . 37 2.2 Tratamientos (T) constituidos por la interacción de diez acce- siones seleccionada (AS), tres tiempos de germinación (TG) y tres tipos de iluminación (TI) aplicados a las unidades expe- rimentales en la fase de producción de germinados de quinua (Chenopodium quinoa). Huamanga-Ayacucho, 2016. . . . . . 38 2.3 Tratamientos aplicados a las unidades experimentales en la fase de conservación de germinados de quinua (Chenopo- dium quinoa). Huamanga-Ayacucho, 2016. . . . . . . . . . . 39 3.1 Cuadrados medios del análisis de varianza del peso de 1000 semillas (P 1000 S), densidad aparente (DA), porcentaje de germinación (PG) e índice de conversión (IC) de accesiones de quinua (tratamientos) de la fase de selección. Huamanga- Ayacucho, 2016. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 53 3.2 Cuadrados medios del análisis de varianza de las variables diámetro de semilla (DS) y espesor de semilla (ES) de ac- cesiones de quinua (tratamientos) de la fase de selección. Huamanga-Ayacucho, 2016. . . . . . . . . . . . . . . . . . . 53 3.3 Distribución de frecuencias del promedio del peso de 1 000 semillas de accesiones de quinua (tratamientos) de la fase de selección. Huamanga-Ayacucho, 2016. . . . . . . . . . . . 54 3.4 Promedios del peso de 1000 semillas (P 1000 S) de las acce- siones seleccionadas que superan el valor de selección 15%. 55 3.5 Distribución de frecuencias del porcentaje de germinación de accesiones de quinua (tratamientos) de la fase de selección. Huamanga-Ayacucho, 2016. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 57 3.6 Promedios del porcentaje de germinación (PG) de las acce- siones seleccionadas que superan el valor de selección 15%. 58 3.7 Distribución de frecuencias del índice de conversión de ac- cesiones de quinua (tratamientos) de la fase de selección. Huamanga-Ayacucho, 2016. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 59 3.8 Promedios del índice de conversión (IC) de las accesiones seleccionadas que superan el valor de selección 15%. . . . . 60 3.9 Distribución de frecuencias del diámetro de semilla de ac- cesiones de quinua (tratamientos) de la fase de selección. Huamanga-Ayacucho, 2016. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 61 3.10 Promedios del diámetro de semilla (DS) de las accesiones seleccionadas que superan el valor de selección 15%. . . . . 62 3.11 Distribución de frecuencias del espesor de semilla de ac- cesiones de quinua (tratamientos) de la fase de selección. Huamanga-Ayacucho, 2016. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 63 3.12 Promedios del espesor de semilla (ES) de las accesiones se- leccionadas que superan el valor de selección 15%. . . . . . 64 3.13 Contenido de saponina de las accesiones (tratamientos) de la fase de selección. Huamanga-Ayacucho, 2016. . . . . . . 65 3.14 Promedios del contenido de saponina (CS) de las accesiones seleccionadas. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 66 3.15 Comparación de tratamientos seleccionados para una pro- babilidad del 15 %, en las variables peso de 1000 semillas (P 1000 S), diámetro de semilla (DS), espesor de semilla (ES), contenido de saponina (CS), porcentaje de germina- ción (PG) e índice de conversión (IC) de la fase de selección. Huamanga-Ayacucho, 2016. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 67 3.16 Valores de los tratamientos seleccionados (T) en las varia- bles peso de 1000 semillas (P 1000 S), diámetro de semilla (DS), espesor de semilla (ES), contenido de saponina (CS), porcentaje de germinación (PG) e índice de conversión (IC) de la fase de selección. Huamanga-Ayacucho, 2016. . . . . 68 3.17 Análisis de correlación entre el porcentaje de germinación (PG), índice de conversión (IC), peso de 1000 semillas (P 1000 S), densidad aparente (DA), diámetro de semilla (DS) y espesor de semilla (ES) de la fase de selección. Huamanga- Ayacucho, 2016. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 70 3.18 Análisis de varianza factorial del efecto de la accesión selec- cionada (AS), tipo de iluminación (TI) y tiempo de germina- ción (TG), en el porcentaje de germinación de quinua (Che- nopodium quinoa) en la fase de producción de germinados. Huamanga-Ayacucho, 2016. . . . . . . . . . . . . . . . . . . 72 3.19 Prueba de contraste de Tukey (α=0.05) del porcentaje de ger- minación por el efecto de la interacción de la accesión selec- cionada (AS), tipo de iluminación (TI) y tiempo de germina- ción (TG). Huamanga-Ayacucho, 2016. . . . . . . . . . . . . 72 3.20 Análisis de varianza factorial del efecto de la accesión se- leccionada (AS), tipo de iluminación (TI) y tiempo de germi- nación (TG), de la longitud del hipocótilo de germinados de quinua (Chenopodium quinoa) en la fase de producción de germinados. Huamanga-Ayacucho, 2016. . . . . . . . . . . . 76 3.21 Prueba de contraste de Tukey (α=0.05) de la longitud del hi- pocótilo por el efecto de la interacción del tiempo de ger- minación (TG) con el tipo de iluminación (TI). Huamanga- Ayacucho, 2016. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 77 3.22 Análisis de varianza factorial del efecto de la accesión se- leccionada (AS), tipo de iluminación (TI) y tiempo de germi- nación (TG), en el índice de conversión de germinados de quinua (Chenopodium quinoa) en la fase de producción de germinados. Huamanga-Ayacucho, 2016. . . . . . . . . . . . 78 3.23 Prueba de contraste de Tukey (α=0.05) del índice de conver- sión por efecto de la interacción de la accesión seleccionada (AS), tipo de iluminación (TI) y tiempo de germinación (TG). Huamanga-Ayacucho, 2016. . . . . . . . . . . . . . . . . . . 79 3.24 Tabla de frecuencia del sabor, olor y color de platillos prepara- dos con germinados de quinua en la primera evaluación sen- sorial de la fase de producción de germinados. Huamanga- Ayacucho, 2016. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 82 3.25 Análisis de varianza factorial del sabor de germinados de qui- nua producidos en tres tiempos de germinación (TG) y tres tipos de iluminación (TI). Huamanga-Ayacucho, 2016. . . . . 84 3.26 Análisis de varianza factorial del olor de germinados de qui- nua producidos en tres tiempos de germinación (TG) y tres tipos de iluminación (TI). Huamanga-Ayacucho, 2016. . . . . 84 3.27 Análisis de varianza factorial del color de germinados de qui- nua producidos en tres tiempos de germinación (TG) y tres tipos de iluminación (TI). Huamanga-Ayacucho, 2016. . . . . 84 3.28 Tabla de frecuencia del sabor, olor y color de germinados de quinua de la segunda evaluación sensorial, producidos en tres tiempos de germinación y tres tipos de iluminación. Huamanga-Ayacucho, 2016. . . . . . . . . . . . . . . . . . . 85 3.29 Contenido de proteína bruta (PB) de semillas de quinua (Che- nopodium quinoa) sin germinar y germinadas en tres tipos de iluminación (TI) y tres tiempos de germinación (TG). Huamanga- Ayacucho, 2016. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 86 3.30 Análisis de varianza de tres temperaturas de almacenamiento en el peso de germinados de quinua conservadas durante 15 días. Huamanga-Ayacucho, 2016. . . . . . . . . . . . . . . . 90 3.31 Prueba de contraste de Tukey (α=0.05) del peso de germina- dos de quinua conservadas durante 15 días en tres tipos de temperaturas. Huamanga-Ayacucho, 2016. . . . . . . . . . . 90 A.1 Resultados de los tratamientos (T) en las variables peso de 1000 semillas (P 1000 S), densidad aparente (DA), conteni- do de saponina (CS), porcentaje de germinación (PG) e ín- dice de conversión ( IC) de la fase de selección. Huamanga- Ayacucho, 2016. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 108 A.2 Resultados de los tratamientos (T) y sus 10 repeticiones (r) en las variables diámetro de semillas (DS) y espesor de se- milla (ES) de la fase de selección. Huamanga-Ayacucho, 2016.113 A.3 Resultados de los tratamientos (T) con sus tres repeticiones (r) en las variables porcentaje de germinación (PG), índice de conversión (IC) y longitud del hipocótilo (LH) de la fase de producción de germinados de quinua. Huamanga-Ayacucho, 2016. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 119 A.4 Puntajes de la primera evaluación sensorial de croquetas de garbanzón con brotes de quinua (CGBQ), rollitos de espinaca y brotes de quinua (REBQ), brusquetas con brotes de quinua (BBQ) y causitas crocantes de yuca en escabechado de bro- tes de quinua (CCYEBQ). Huamanga-Ayacucho, 2016. . . . 122 A.5 Puntajes de la segunda evaluación sensorial del sabor (S), olor (O) y color (C) de germinados de quinua producidas en tres tipos de iluminación (TI) y tres tiempos de germinación (TG). Huamanga-Ayacucho, 2 016. . . . . . . . . . . . . . . . 123 A.6 Resultados de los tratamientos de la variable peso de ger- minados de quinua en la fase de conservación. Huamanga- Ayacucho, 2016. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 124 ÍNDICE DE FIGURAS 2.1 Croquis de distribución de los tratamientos de la fase de se- lección. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 40 2.2 Croquis de distribución de los tratamientos de la fase de pro- ducción de germinados en condiciones de 12 horas luz-12 horas oscuridad. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 41 2.3 Croquis de distribución de los tratamientos de la fase de pro- ducción de germinados en condiciones de luz continua. . . . 41 2.4 Croquis de distribución de los tratamientos de la fase de pro- ducción de germinados en condiciones de oscuridad conti- nua. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 41 2.5 Croquis de distribución de los tratamientos de la fase de con- servación. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 42 3.1 Histograma de frecuencia relativa y ajuste normal para el pe- so de 1000 semillas y selección del 15%. . . . . . . . . . . . 55 3.2 Histograma de frecuencia relativa y ajuste normal para el por- centaje de germinación y selección del 15%. . . . . . . . . . 57 3.3 Histograma de frecuencia relativa y ajuste normal para el ín- dice de conversión y selección del 15%. . . . . . . . . . . . 59 3.4 Histograma de frecuencia relativa y ajuste normal para el diá- metro de semillas y selección del 15%. . . . . . . . . . . . . 61 3.5 Histograma de frecuencia relativa y ajuste normal para el es- pesor de semillas y selección del 15%. . . . . . . . . . . . . 63 A.1 Fase de selección. Izquierda: accesiones del banco de ger- moplasma de quinua del LGBV. Derecha: tamizado de mues- tras de quinua. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 127 A.2 Fase de selección. Izquierda: venteado de las muestras. De- recha: selección de impurezas de las muestras de quinua. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 127 A.3 Variables evaluadas en la fase de selección. Izquierda: peso de 1 000 semillas. Derecha: densidad aparente de las mues- tras de quinua. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 128 A.4 variables evaluadas en la fase de selección. Izquierda: diá- metro y espesor de las semillas. Derecha: contenido de sa- ponina de las muestras de quinua. . . . . . . . . . . . . . . . 128 A.5 Materiales usados en la desinfección de las semillas de qui- nua y humedecimiento con agua destilada del sustrato para la instalación de la prueba de germinación en la fase de pro- ducción de germinados. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 128 A.6 Instalación de las semillas de quinua para la prueba de ger- minación en la fase de producción de germinados. . . . . . . 129 A.7 Distribución de los tratamientos en la fase de producción de germinados, al lado de la ventana para generar condiciones de luz continua, iluminadas con focos LED de 10W durante la noche. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 129 A.8 Distribución de los tratamientos en la fase de producción de germinados. Izquierda: en cajas de cartón para generar con- diciones de oscuridad continua. Derecha: en biotrón para ge- nerar condiciones de 12 horas luz-12 horas oscuridad. . . . 129 A.9 Germinados de quinua después de 24, 48 y 72 horas de ger- minación. Superior: en condiciones de 12 horas luz-12 horas oscuridad. Centro: en condiciones de luz continua. Inferior: en condiciones de oscuridad continua. . . . . . . . . . . . . . 130 A.10 Germinados de quinua secados por un día en condiciones de laboratorio, producidos después de 24, 48 y 72 horas de ger- minación. Superior: en condiciones de 12 horas luz-12 horas oscuridad. Centro: en condiciones de luz continua. Inferior: en condiciones de oscuridad continua. . . . . . . . . . . . . . 130 A.11 Longitud de germinados de quinua después de 24, 48 y 72 horas de germinación. Superior: en condiciones de 12 horas luz-12 horas oscuridad. Centro: en condiciones de luz conti- nua. Inferior: en condiciones de oscuridad continua. . . . . . 131 A.12 Germinados de quinua después de 15 días de conservación. Izquierda: en refrigeración a 5°C. Centro: en cámara fría a 8°C. Derecha: en temperatura ambiente. . . . . . . . . . . . 131 INTRODUCCIÓN La quinua es un cultivo importante, según González y Prado (2015) prin- cipalmente por las características que presentan sus granos, ya que estas constituyen una fuente importante de proteínas, aminoácidos esenciales, minerales, flavonoides, pigmentos, saponinas y almidón; cualidades que la convierten según FAO (2011) en un gran potencial económico, ya que pueden ser utilizados en la industria alimentaria, química, farmacéutica y cosmética. Por lo que no solo debe considerarse la producción de granos, sino también el desarrollo de valor agregado; así, una alternativa de pro- ducción es como germinados, que según Bravo et al. (2013); Chaparro et al. (2010); Ramos y Villanueva (1998) suplen las deficiencias de la alimen- tación moderna, por ser de fácil producción, de bajo costo y por presentar, en comparación a las semillas secas, mayor contenido de proteínas diges- tibles, fibra, minerales como el calcio, fósforo, hierro, magnesio y vitaminas como la niacina y ácido ascórbico. Sin embargo, como la germinación de- pende de factores intrínsecos y extrínsecos, es importante la obtención de 1 parámetros que permitan el desarrollo de sistemas eficientes de producción de germinados. Por otro lado, en las últimas décadas se han estado realizando recoleccio- nes de recursos fitogenéticos y su posterior conservación ex situ en bancos de germoplasma; constituyendo recursos importantes para los fitomejora- dores, que buscan obtener nuevas variedades más productivas y nutritivas, que consuman menos insumos y satisfagan las preferencias sensoriales de los consumidores (Rivera, 2015). Tal es el caso del Laboratorio de Gené- tica y Biotecnología Vegetal de la Escuela Profesional de Agronomía de la Universidad Nacional de San Cristóbal de Huamanga, que cuenta con un Banco de Germoplasma de quinua con 150 accesiones recolectadas de diferentes provincias de la región Ayacucho; los cuales constituyen un re- curso potencial para la producción de germinados de quinua; sin embargo, aún no se han realizado ninguna evaluación al respecto con los genotipos de quinua de este banco de germoplasma, tampoco se tiene conocimiento del tipo de iluminación y tiempo de germinación adecuados para su produc- ción, así como la temperatura adecuada para su conservación. Por las consideraciones anteriormente mencionadas, los objetivos plantea- dos en la presente investigación son: 1. Seleccionar accesiones de quinua adecuadas para la producción de germinados. 2. Determinar el tipo de iluminación y el tiempo de germinación óptimos 2 para la producción de germinados de quinua. 3. Evaluar el efecto de la temperatura de almacenamiento en la conser- vación por 15 días de germinados de quinua. 3 CAPÍTULO I REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA 1.1. BANCO DE GERMOPLASMA Herrera (2013) indica que son sitios de conservación de germoplasma (ma- terial biológico), que tiene como objetivo según FAO (2014) conservar a largo plazo los recursos fitogenéticos y que estos estén disponibles para los fitomejoradores, investigadores y otros usuarios; para ello plantea una serie de normas que permite la gestión adecuada de estos recursos, co- mo para el caso de bancos de germoplasma de semillas ortodoxas, en la que señala que para la conservación ex situ a largo plazo, la temperatura debe ser -18 °C, el contenido de humedad en la semilla 15 % y el porcen- taje mínimo de viabilidad 85 % de la viabilidad inicial, después del cual se debe proceder a su regeneración o a una nueva recolección. Así, Calle et al. (2010) afirma que el germoplasma de quinua almacenado a -20 °C con 3.64 % y 5.69 % de humedad permiten su conservación a largo plazo, ya que no afecta su viabilidad y calidad. 4 Franco (2008) señala también que los bancos de germoplasma son impor- tantes por que garantizan la seguridad alimentaria; aunque muchos presen- tan ciertas limitaciones como la proliferación de duplicados, los altos costos de mantenimiento y la carencia de sistemas adecuados de conservación, documentación y manejo del banco en general. En el caso de bancos de germoplasma de quinua, se han reportado en va- rias investigaciones que estas presentan accesiones con una amplia varia- bilidad morfológica y fenológica, que se expresan en la amplia variabilidad de colores de planta, inflorescencia, semilla; tipos de inflorescencia, dura- ción del ciclo de cultivo, valor nutritivo, agroindustrial, entre otros; los cuales son aprovechados en la obtención de nuevas variedades (Alfaro, 2013; Ga- briel et al., 2013; Rojas y Pinto, 2013). 1.1.1. Banco de germoplasma de quinua FAO (2010), Rojas (2013) y Tapia (2009) citados por González y Prado (2015), señalan que existirían unas 16 263 accesiones de quinua de todo el mundo, concentrándose en Bolivia con 6 903 accesiones y en Perú con 4 523 accesiones en seis y ocho bancos de germoplasma respectivamen- te, dentro de las cuales se distinguen cinco ecotipos (quinua de valle, de altiplano, de salares, de nivel del mar y sub-tropical) y 40 variedades co- merciales aproximadamente. Según Mujica (1992) y Bonifacio et al. (2004) citados por FAO (2011), en el Perú existen bancos de germoplasma de quinua en las Estaciones Experi- 5 mentales INIA en Illpa (Puno), K’ayra y Andenes (Cusco), Canáan (Ayacu- cho), Mantaro y Santa Ana (Huancayo) y Baños del Inca (Cajamarca); tam- bién en las universidades Agraria La Molina de Lima, Nacional del Centro de Junín, Nacional de San Antonio Abad del Cusco, Nacional del Altiplano de Puno y Nacional San Cristóbal de Huamanga de Ayacucho; este último se corrobora con el trabajo de investigación de Alfaro (2013), sobre el esta- blecimiento del banco regional de germoplasma y caracterización fenotípica de accesiones de quinua, en el año 2013. 1.1.2. Accesión De acuerdo con Silvina et al. (2015) es el nombre dado a una muestra conservada en un banco de semillas. 1.2. GERMINACIÓN Es la reanudación de las actividades de crecimiento del embrión, caracte- rizado por un estado metabólicamente activo, que se manifiesta fisiológica- mente por una división celular y diferenciación, y morfológicamente por una transformación del embrión en una plántula, en la que se puede apreciar la integridad de sus estructuras. (Peretti, 1994). Matilla (2013) señala que es el proceso que se inicia con la toma de agua por la semilla seca (imbibición) y termina cuando el eje embrionario en di- cotiledóneas o la radícula en monocotiledóneas, atraviesan las estructuras envolventes que la rodean (emergencia); entendiéndose por emergencia como el proceso por el cual la radícula o el eje embrionario atraviesan las 6 cubiertas de la semilla, como consecuencia de la elongación celular, pa- sando de un metabolismo preferentemente anaerobio a otro típicamente aerobio. Mientras que Besnier (1989) utiliza el término de emergencia pa- ra referirse a la culminación de la germinación en las semillas situadas en el suelo, cuando estas emergen del terreno; aunque también señala que la germinación de manera práctica, culmina cuando la radícula rompe la testa. 1.2.1. Proceso de germinación Según García et al. (2006) en el proceso de germinación se distinguen tres fases: Fase de hidratación Consiste en la intensa absorción de agua por parte de los distintos tejidos que forman la semilla, el cual va acompañado de un incremento proporcio- nal en la respiración. Esta fase se produce tanto en semillas vivas y muer- tas, por lo que es independiente de la actividad metabólica de la semilla, aunque activa el metabolismo de las semillas viables. Fase de germinación En esta fase se producen las transformaciones metabólicas, necesarias pa- ra el correcto desarrollo de la plántula. La absorción de agua se reduce considerablemente, llegando incluso a detenerse. Fase de crecimiento Es la última fase de la germinación y se asocia con la emergencia de la radícula, se caracteriza por que la absorción de agua vuelve a aumentar, 7 así como la actividad respiratoria y la actividad metabólica. Según Matilla (2013) la emergencia de la radícula ocurre por el ablandamiento de la pa- red celular y la acción posterior de la presión de turgencia ejercida por las células localizadas en la zona de elongación. Los procesos de germinación en las dos primeras fases son reversibles; por lo que las semillas que superan la fase de germinación pasan a la fase de crecimiento originando una plántula o por el contrario mueren. 1.2.2. Absorción de agua Besnier (1989) denomina a este proceso como imbibición y considera que es un fenómeno puramente físico que activa el metabolismo de la semi- llas viables, aunque también ocurre en las semillas muertas y aletargadas; señala que el ingreso de agua a la semilla, a través del micrópilo o callo, provoca su hinchamiento y la posterior rajadura de las cubiertas seminales por que estas se vuelven más permeables; asimismo, indica que el embrión absorbe más agua en comparación al endospermo, ya que tiene mayor con- tenido de proteínas que tienen coloides que absorben agua. Si ocurre desecación durante la germinación esta se ve perjudicada, más aún si el embrión está hidratado, ya que en ese tiempo el agua hidrata moléculas orgánicas y después se acumula en vacuolas citoplasmáticas, a partir del cual la desecación es perjudicial; sin embargo, existe un tiempo en el cual las semillas pueden desecarse sin que la germinación se vea perjudicada cuando se vuelva a rehidratar (Besnier, 1989). 8 De acuerdo con Besnier (1989) la absorción de agua por las semillas ocu- rre en tres fases; una fase inicial de rápida absorción, una fase intermedia donde la absorción se mantiene casi constante, desencadenando procesos metabólicos en las zonas humedecidas de la semilla y una fase final de intensa absorción de agua relacionado con la aparición de la radícula. Al respecto Matilla (2013) indica que en la fase inicial, la semilla seca (5-10 % de contenido en agua) tiene un potencial hídrico muy negativo aproxima- damente de 100 MPa, por lo que tiende a imbibirse rápidamente, mientras que en la fase intermedia el potencial hídrico de la semilla es de 1-1.5 MPa; menciona además que las semillas que están en estado de dormición sólo atraviesan las dos primeras fases por razones aún desconocidas. «La duración de cada fase depende de las características de la semilla (tamaño, contenido de sustratos hidratables, permeabilidad de la cubierta seminal, toma de oxígeno, etc.) y de las condiciones externas en las que se produce la imbibición (temperatura, composición del sustrato del suelo, contenido de humedad)» (Matilla, 2013, p. 551). 1.2.3. Respiración La respiración produce ATP y pirimidín nucleótidos para proporcionar ener- gía en la intensa actividad metabólica que tiene lugar durante la germina- ción, mediante la glucólisis, ciclo de las pentosas fosfato y ciclo de Krebs (García et al., 2006). Según Besnier (1989) cuando la semilla se hidrata, los azúcares conser- 9 vados en el eje embrionario se hacen disponibles para ser utilizados en la respiración, el cual se desarrolla en tres fases; una fase de rápida absorción de oxígeno, una fase de parada y una fase de incremento de la respiración como consecuencia de la ruptura de la testa por la radícula, que provoca la entrada libre de oxígeno y su rápido consumo, además aumenta la acti- vidad metabólica general de la semilla, por la movilización de reservas que suministran sustratos más eficaces que los iniciales, para los subsiguientes procesos respiratorios. En la fase de parada del proceso respiratorio, según Besnier (1989) la can- tidad de oxígeno absorbido por la semilla no incrementa, ya que la eficacia de las mitocondrias y enzimas implicadas en el proceso respiratorio, que persisten aún con deficiencias en el eje embrionario de las semillas secas y que se activan con la imbibición, duran poco tiempo, interrumpiendo el proceso de respiración hasta que se restauren o formen mitocondrias y se sinteticen enzimas; sin embargo, en esta fase se sigue produciendo dióxido de carbono como consecuencia de una respiración anaerobia o fermenta- ción, donde la glucólisis anaerobia es la que suministra energía al producir etanol o ácido láctico, que es poco eficiente desde el punto de vista energé- tico, ya que suministra solamente dos moléculas de ATP por cada molécula de glucosa respirada. Matilla (2013) señala que la producción de etanol por causa del déficit de oxígeno, se debe a la la impermeabilidad de la cubierta seminal que evita el ingreso del oxígeno hacia el interior de las semillas. 10 1.2.4. Metabolismo de la germinación «A los pocos instantes de iniciarse la imbibición de la semilla viable, su ac- tividad metabólica se reanuda. Se asume que las estructuras y las enzimas necesarias para tal fin deben estar presentes en la semilla seca; por consi- guiente, han permanecido protegidas a lo largo de la desecación de ésta» (Matilla, 2013, p. 552). Reparación de membranas y orgánulos De acuerdo con Besnier (1989) la actividad metabólica inicial de la semilla embebida, en gran parte, es para reparar las mitocondrias, retículo endo- plasmático y aparato de Golgi (incrementan la actividad metabólica de la semilla), que han quedado dañados por la desecación. La pérdida de via- bilidad en semillas secas puede deberse a la incapacidad de realizar estas reparaciones. Según Matilla (2013) los genes expresados en el período de imbibición de las semillas viables codifican enzimas y otras proteínas necesarias para la actividad metabólica celular básica (respiración, síntesis de membranas, síntesis de ácidos nucleicos y proteínas). Síntesis de ácidos nucleicos Besnier (1989) señala que los núcleos de las células del embrión conser- van ARN mensajero, con mensajes precodificados que se activan con la imbibición; sin embargo, su actividad dura poco tiempo ya sea por que se degradan o porque no puede sintetizar nuevas proteínas, debiéndose sin- 11 tetizar nuevos ácidos nucleicos a los pocos minutos de la imbibición. La síntesis de ADN ocurre después de la del ARN y de las proteínas, debido a las reparaciones que necesita, el cual sólo puede realizarse en las semillas hidratadas. En las semillas secas los ribosomas, el ADN cromosómico, las polimera- sas y sintetasas se conservan en los ejes embrionarios y cotiledones; por ello, tras la imbibición se inicia la síntesis de proteínas, para lo cual el ADN cromosómico, donde están codificados los mensajes genéticos, son replica- dos por el ARN mensajero y luego son trasladados a los ribosomas, donde el ARN de transferencia ligado a los aminoácidos transfiere la información para la formación de proteínas (Besnier, 1989). Síntesis de enzimas Besnier (1989) indica que las enzimas se conservan en las semillas secas, principalmente en el eje embrionario y se activan cuando la semilla se hidra- ta; así, las enzimas glucolíticas (β -amilasa, α-glucosidasa); las polimerasas y sintetazas del ARN y del ADN, etc. son utilizadas para la respiración, de- gradación de las reservas, síntesis de ADN, ARN y proteínas. Síntesis de hormonas De acuerdo con Besnier (1989) las hormonas que intervienen en los proce- sos fisiológicos de la semilla en germinación son: Giberelinas Inducen a la síntesis de α-amilasa. 12 Citocininas Promueven la síntesis de proteínas, el alargamiento de la radícula y la expansión de los cotiledones. Ácido abscísico Inhibe la síntesis de la α-amilasa por las giberelinas y también la emer- gencia radicular, está última posiblemente porque dificulta el ablanda- miento de la pared celular de la radícula y porque altera el gradiente de potencial hídrico entre el medio y la semilla (Matilla, 2013). Auxina Contribuye al alargamiento celular. Etileno Contrarresta el efecto del ácido abscísico, mediante la disminución de la sensibilidad al ácido abscísico endógeno por la semilla (Matilla, 2013). 1.2.5. Movilización de las sustancias de reserva Durante el desarrollo de las semillas tiene lugar el almacenamiento de una serie de materiales de reserva en los cotiledones y el endospermo. Estas sustancias tienen la misión de alimentar a la plántula hasta que ésta adquie- ra competencia fotosintética y se convierta en un organismo autótrofo. Para que las sustancias de reserva puedan entrar a formar parte de este meta- bolismo heterotrófico de la plántula es necesaria una hidrólisis previa de las 13 mismas; de este modo dichas sustancias podrán ser transferidas desde los órganos de reserva a estos órganos en crecimiento activo, a través de las rutas celulares correspondientes (Matilla, 2013, p. 553). Hidratos de carbono Besnier (1989) menciona que después de la hidratación de las semillas, las giberelinas inducen la síntesis de α-amilasa, que junto a la β -amilasa (presente en la semilla seca y activada por simple hidratación), convierten el almidón (amilosa y amilopectina) en glucosa que es utilizada para la síntesis de sacarosa, la cual es transportada a la plántula en desarrollo. El almidón también puede ser degradado por las fosforilasas en dextrina y fosfato de glucosa, esta última utilizada en la síntesis de sacarosa. Bedón et al. (2013) señala que la α-amilasa presenta mayor actividad enzi- mática a las 36 horas de germinación en semillas de quinua (Chenopodium quinoa). Lípidos Los lípidos conservados en la semilla en forma de triglicerido, son degra- dadas por lipasas en glicerol (utilizados en la respiración) y en ácidos gra- sos, estas últimas son oxidadas en los glioxisomas produciendo succinato y posteriormente oxaloacetato en las mitocodrias, las cuales se convierten en azúcar en el citoplasma, suministrando energía al embrión y participando en la síntesis de fosfolípidos. En los cereales los lípidos se acumulan en el embrión y en la capa de la aleurona (Besnier, 1989). 14 Proteínas En cereales, las proteínas se encuentran en los cuerpos proteicos del en- dospermo y en los granos de la aleurona, en estos últimos, las gibereli- nas inducen la síntesis de proteinasas que provocan su hidrólisis, mientras que en las proteínas del endospermo, la α-amilasa degrada los cuerpos protéicos para liberar aminoácidos que son transportados al embrión para la síntesis de proteínas estructurales y enzimáticas. En las leguminosas, las proteínas están en los cotiledones y los aminoácidos producidos son transportados al eje embrionario y a los cotiledones para producir energía mediante la respiración (Besnier, 1989). Fitina Las reservas minerales en las semillas almacenadas en forma de fitina, son hidrolizadas por la fitasa en iones de fosfato, Mg, K y Ca que son transpor- tados al embrión para ser metabolizados (Besnier, 1989). 1.2.6. Factores que influyen en la germinación Factores internos (intrínsecos) Madurez de la semilla Según García et al. (2006) una semilla está madura cuando alcanza su completo desarrollo morfológico y fisiológico; sin embargo, muchas semillas morfológicamente maduras, pueden ser incapaces de germi- nar porque aún necesitan experimentar una serie de transformacio- nes fisiológicas (pérdida de sustancias inhibidoras, acumulación de sustancias promotoras, etc). 15 Algunas semillas pueden estar fisiológicamente maduras, pero las cé- lulas del tejido en empalizada de la cubierta seminal, pueden ser im- permeables al agua o puede ocurrir que las cubiertas seminales sean duras, por lo que al comprimir el embrión le impiden germinar (Matilla, 2013). Al respecto Huanca et al. (2013) mencionan que semillas de quinua con diámetro mayor presentan mayor porcentaje de germinación en comparación a las de menor diámetro. Viabilidad de la semilla «Es el período de tiempo durante el cual las semillas conservan su capacidad para germinar. Es un período variable y depende del tipo de semilla y de las condiciones de almacenamiento» (García et al., 2006, p. 166). Las semillas pueden mantener su viabilidad por algunos días, meses e incluso por muchos años al poseer una cubierta seminal dura y una actividad metabólica lenta (García et al., 2006). Al respecto Caste- llión (2008) encontró que semillas de quinua almacenadas en 14% de humedad relativa y temperatura ambiente, durante seis meses, dis- minuyeron su porcentaje de germinación entre 5% y 30%; asimismo, Pinto y Rojas (2013) reportan que el porcentaje de germinación en 27 accesiones de quinua, almacenadas durante siete años en condicio- nes de 10°C y 45% de humedad relativa, disminuyó entre 1 y 85% en 26 accesiones e incrementó en 2% en una accesión. 16 Factores externos (extrínsecos) Humedad Para que la semilla recupere su metabolismo es necesario la rehidra- tación de sus tejidos; por lo que es indispensable la disponibilidad de agua en el medio donde está la semilla, en la cantidad adecuada que permita el flujo a favor de la gradiente de potencial hídrico (García et al., 2006). El exceso de agua en el medio resulta desfavorable, ya que acelera la imbibición, lo cual provoca la rápida solubilización de los solutos, azú- cares, ácidos orgánicos, aminoácidos y otros compuestos de la se- milla; que pueden salir al medio porque las paredes celulares aún no funcionan como membranas semipermeables, más aún si la cubierta seminal está dañada, provocando la disminución de las reservas de la semilla y enriqueciendo el medio con nutrientes que promueven el desarrollo de patógenos (Besnier, 1989). Además, según García et al. (2006) el exceso de agua dificulta la llegada de oxígeno al embrión. Temperatura Es un factor decisivo en el proceso de germinación, ya que las reaccio- nes bioquímicas que ocurren en la semilla después de la hidratación están reguladas por enzimas, las cuales actúan dentro de un rango de temperatura, si estas están fuera del rango no ocurre la germinación aunque las otras condiciones sean favorables. El rango de temperatu- ra varía de una especie a otra (García et al., 2006). 17 Gases Las semillas requieren para la germinación un medio suficientemen- te aireado que permita la adecuada disponibilidad de O2 y CO2, para que el embrión obtenga la energía necesaria para mantener sus ac- tividades metabólicas. La mayoría de las semillas germinan en una atmósfera con 21% de O2 y 0.03% de CO2 (García et al., 2006). Luz Besnier (1989) también considera a la luz como un factor que influye en la germinación; ya que afirma que muchas semillas no germinan cuando se colocan en condiciones favorables, pero en la oscuridad; al- gunas permanecen aletargadas bajo una iluminación continua y otras germinan tanto en la luz como en la oscuridad. Los procesos metabó- licos desencadenados por la acción de la luz están gobernados por el fitocromo, pigmento localizado entre el hipocótilo y la radícula. La inducción del letargo por la luz intensa de alta irradiación en algu- nas semillas colocadas sobre la superficie del suelo, evita su germi- nación en condiciones precarias, al estar expuesto dicho suelo a una rápida desecación superficial. Por otra parte, la necesidad de luz que tienen muchas semillas para romper su letargo, constituye un meca- nismo para impedir la germinación a excesiva profundidad en semillas pequeñas con escasas reservas, para evitar que las reservas se ago- ten antes de que la plántula emerja del suelo (Besnier, 1989). La intensidad luminosa óptima para satisfacer los requerimientos de 18 semillas cuya germinación es favorecida por la luz varía entre 750 y 1250 unidades lux (Peretti, 1994). 1.3. GERMINADOS Son alimentos que resultan de la germinación de las semillas, son cono- cidos también como brotes o vegetales frescos, ya que son plántulas su- culentas de ciclo vegetativo corto, cuyo tiempo de germinación oscila en promedio entre tres y diez días según la especie; además, pueden ser pro- ducidos en cualquier temporada a bajo costo y presentan principalmente propiedades nutricionales superiores al de las semillas secas (Bravo et al., 2013; Barrón et al., 2008). Según Botero (2015) son plantas cultivadas en interior, utilizadas como ali- mento y medicina natural, ya que presentan las siguientes características: Tienen alto contenido de agua (70-80 %). Las proteínas, minerales y vitaminas del grupo B, D y E se hacen fácilmente asimilables al ser consumidas. Además Ponce et al. (2013) indica que presentan vitamina C. Presentan mayor contenido de aminoácidos como lisina, prolina, feni- lalanina, triptófano y alanina según Jimenez (2012). No contienen elementos tóxicos y ácidos como el ácido fítico y ácido oxálico presentes en la semilla como defensas naturales, al respecto Sangronis et al. (2006) encontró que en la germinación de Phaseolus 19 vulgaris y Vigna sinensis se degradan los α-galactósidos, responsa- bles de producir flatulencia en algunas personas después del consu- mo de los granos. Sintetizan clorofila si están expuestas a la luz. Son de sabor dulce, porque los almidones se transforman en azúcares simples (dextrosa y maltosa). Presentan mayor contenido de ácidos grasos esenciales. Según Suárez y Melgarejo (2011) citados por Buenrostro et al. (2016), en los germinados el contenido de almidón y grasas disminuye, ya que durante el proceso de germinación, la semilla hace uso de las reservas de nutrientes para el crecimiento y elongación del embrión. 1.3.1. Ventajas de los germinados Pásko et al (2009), citado por Buenrostro et al. (2016), señala: La importancia de los germinados radica en que en años recientes ha sur- gido una nueva forma de nutrición a través del consumo de estos. Siendo considerados como vegetales atípicos e inclusive como alimentos funcio- nales, debido a su valor nutritivo que incluye un alto contenido de aminoáci- dos, fibra, elementos minerales y vitaminas, así como flavonoides y ácidos fenólicos. (p. 8). Según Botero (2015) las principales ventajas de los germinados son los siguientes: 20 Son fáciles de digerir al ser consumidas, ya que son alimentos pre- digeridos; además, mejoran el funcionamiento del sistema digestivo porque sus enzimas ayudan a recuperar la flora intestinal. Son alimentos altamente energéticos, debido a que los carbohidra- tos se convierten en azúcares simples, que al ser consumidas entran directamente al torrente sanguíneo y se transforman en energía. Presentan propiedades regeneradoras, rejuvenecedoras y desintoxi- cantes por su alto contenido en ADN y ARN. Proporcionan cantidades importantes de fibra, que según FAO (2011) lo convierte en un alimento depurador del cuerpo, por eliminar toxinas y residuos que puedan dañar elorganismo; al respecto, Buenrostro et al. (2016) explica que la disminución de fibra se debe a la degradación de la pared celular durante la germinación y su incremento se debe al mayor tamaño de la plántula por la mayor presencia de celulosa. Incrementan el volumen del alimento, ya que se obtiene gran cantidad de brotes a partir de pocas cucharadas de semillas. Permiten ahorrar tiempo y combustible, ya que se consumen crudos y son de fácil preparación. Según Soleil (1994) citado por Botero (2015), son alimentos de super- vivencia en caso de crisis y escasez de comida, ya que con lo que se alimenta una persona con carne se pueden alimentar 20 personas con germinados. 21 La germinación de las semillas es un proceso factible que permite obtener nuevos productos (Díaz et al., 2011). 1.3.2. Métodos de germinación De acuerdo con Botero (2015) existen muchos métodos para la producción de germinados, los cuales están en función al tipo de semilla (dureza de la testa), al sabor del brote, a las preferencias personales y a la finalidad que tiene la producción, ya sea una producción doméstica o intensiva. Para el caso de las producciones domésticas los métodos más utilizados son los siguientes: Método del frasco Consiste en utilizar frascos de vidrio de boca ancha, en el cual las semillas se dejan reposar por un tiempo que varía según la especie, posteriormente se escurre el agua y se lavan nuevamente las semillas para eliminar sus exudados; finalmente se cubre la boquilla del frasco con una tela de tul sujetándolo con una liga de caucho y luego se deja en un ambiente fresco, con el frasco invertido e inclinado 45 grados aproximadamente para que la humedad sea uniforme. Método del talego Consiste en utilizar una bolsa de tul, en el cual se colocan las semillas, las cuales se sumergen en un recipiente con agua durante un tiempo variable para cada especie, finalmente la bolsa se cuelga en un ambiente fresco hasta que germinen las semillas. 22 Método de la bandeja Consiste en utilizar bandejas de cualquier material, al respecto Barrón et al. (2008) indica que se pueden utilizar charolas de plástico perforadas de 40×20×12 cm con una capa de tela de yute, las cuales según Chaparro et al. (2010) deben ser acanaladas para que el agua pueda discurrir con facilidad. 1.3.3. Proceso de producción de germinados Según Córdova (2010) el proceso de producción de germinados es el si- guiente: Recepción de materia prima La materia prima debe ser homogénea y estar libre de material extraño; por ello, se debe realizar el tamizado para eliminar todas las impurezas. Lavado y desinfección Consiste en lavar las semillas con agua potable para eliminar impurezas, luego se debe proceder a la desinfección de estas utilizando hipoclorito de sodio. Remojo Las semillas deben pasar por un proceso de remojo para activar el proceso de germinación, después del cual se debe escurrir y lavar. Según Botero (2015) se debe realizar el cambio de agua cada cierto tiempo durante el remojo, para retirar la exudación de las semillas, además menciona que el 23 tiempo de remojo varía con la especie. Díaz et al. (2004), señala que el remojo incrementa el peso de los granos germinados y la longitud de la ra- dícula, favoreciendo los cambios bromatológicos que se presentan durante el germinado, ya que aumenta su contenido proteico y de minerales. Germinación Las semillas después del remojo, según Botero (2015) pueden ser coloca- das en bandejas o frascos de vidrio hasta que cumplan el tiempo de ger- minación o también, una vez que la radícula tenga el mismo tamaño que la semilla, pueden ser sembradas en el suelo para ser consumidas como plántulas. Humectación o hidratación Chaparro et al. (2011) señalan que durante la fase de germinación se debe realizar la humectación o hidratación de las semillas con agua potable por aspersión, de acuerdo con el requerimiento particular de cada especie; así, señalan que para el amaranto (Amaranthus sp) debe ser cada seis horas, para la soya (Glycine max) cada 24 horas y según Buenrostro et al. (2016) para la chía (Salvia hispánica) cada 24 horas. 1.3.4. Consideraciones generales De acuerdo con Botero (2015) para la producción de germinados se debe tomar en cuenta las siguientes consideraciones: Existen varios métodos para producir germinados, el cual depende de muchos factores entre ellos si es para para producciones masivas o 24 domésticas, en esta última el método del frasco es el más generaliza- do. El agua utilizada debe ser potable, para evitar la contaminación con ciertos patógenos (principalmente Salmonella spp y Escherichia coli); además, las semillas deben ser previamente desinfectadas. La mayoría de los germinados pueden ser agregados a los alimen- tos para ser consumidas; sin embargo, aquellas que tienen una fibra difícil de digerir como el trigo, maíz o cebada pueden ser utilizadas extrayendo su clorofila, para lo cual la disponibilidad de luz es indis- pensable. Dávila et al. (2003) y Pamplona Roger (1999) citados por Ponce et al. (2013) indican que la temperatura, oxígeno, luz y humedad determi- nan el desarrollo del olor y sabor de los germinados. El momento adecuado para consumir los germinados depende de su contenido nutricional y de las preferencias del consumidor; así, los germinados pueden consumirse cuando la radícula tiene el mismo tamaño de la semilla o cuando empieza a desarrollarse la plántula. Las semillas de la familia de las Solanáceas, al ser germinados apa- rentemente presentan componentes tóxicos para los seres humanos, por lo que no se recomienda su consumo. El tiempo de conservación de los germinados en condiciones de re- frigeración oscila entre 5 y 15 días, si permanecen por más tiempo 25 tienden a ponerse amargos. En producciones intensivas a nivel nacional, se debe considerar el Re- glamento de la Ley de Inocuidad de los Alimentos N° 1062, aprobado por el Decreto Supremo N° 034-2008-AG. 1.4. GERMINADOS DE QUINUA 1.4.1. Proceso de producción Recepción de materia prima Chancusig (2013) señala que es la etapa inicial de todo el proceso produc- tivo, en el cual, según Bravo et al. (2013) se deben seleccionar los granos con los cuales se va a trabajar para garantizar la germinación. Evaluación de la capacidad de germinación Bravo et al. (2013) indican que consiste en verificar el porcentaje de germi- nación de 100 semillas en condiciones favorables, el cual según Chaparro et al. (2010) debe ser mayor a 90% para producción de germinados. Limpieza Se realiza de manera manual o mecánica para eliminar toda clase de impu- rezas, utilizando una malla metálica con abertura inferior al diámetro de los granos (Bravo et al., 2013). Lavado Según Chaparro et al. (2010) las semillas deben ser lavadas en agua po- table. Al respecto Chancusig (2013) y Bravo et al. (2013) señalan que el 26 lavado se realiza para eliminar las saponinas y todo tipo de impurezas ad- heridas a la superficie del grano, el cual también se puede realizar por vía seca como lo demuestra Quiroga y Escalera (2010), a través de la aplica- ción de un reactor de lecho fluidizado de tipo surtidor. Desinfección de las semillas Se realiza con la finalidad de eliminar todo tipo de patógenos que pudieran causar una infección. Así Bedón et al. (2013) para desinfectar semillas de quinua utilizó hipoclorito de sodio al 1%, en la cual las remojo durante cin- co minutos, luego las sometió a un lavado con agua potable; mientras que Boero et al. (2000) esterilizó las semillas durante dos minutos en hipoclo- rito de sodio al 2% y Amistá y Tavano (2013) utilizó una concentración de 0.07% por un minuto. Remojo Chaparro et al. (2010) indican que las semillas deben ser remojadas duran- te seis horas a una temperatura de 30°C utilizando 1500 ml de agua potable por 500g de semilla, además se debe realizar el recambio de agua de remo- jo cada tres horas; mientras que Botero (2015) señala que el remojo debe ser de cuatro a cinco horas. Según Bravo et al. (2013) para que se active el proceso de crecimiento y desarrollo de los granos, la humedad final debe estar entre 40 y 45% a una temperatura entre 20 y 24°C, el cual se alcanza en menos de ocho horas de remojo. 27 Germinación Según Chaparro et al. (2010) después del remojo de las semillas, estas deben ser nuevamente lavadas con agua potable, escurridas y luego ser ubicadas sobre bandejas plásticas de 55 cm de largo por 29 cm de ancho, las cuales deben ser acanaladas, previamente limpias y desinfectadas; se- ñala además que se deben colocar 500 g de semillas seca por bandeja, las cuales, deben estar dispuestas en una estructura de PVC dentro de un cuarto en condiciones de oscuridad total, con una humedad entre 55 y 83% y una temperatura entre 19 y 28°C. Asimismo, Bravo et al. (2013) indican que las semillas luego del remojo deben ser colocadas en bandejas, procurando que la capa a formar no tenga mucha altura, para facilitar la difusión del oxígeno; luego se debe cubrir con una tela húmeda para mantener la humedad. Boero et al. (2000) afirma que la temperatura óptima de germinación oscila entre 20 y 30°C y que las temperaturas fuera de este rango provocan la disminución en la germinación y un aumento en el número de semillas con germinación anormal, aunque estas respuestas también dependen de las variedades de quinua, asimismo, considera que las semillas de quinua han germinado cuando tienen una radícula mayor o igual a 2 mm, ya que la ger- minanción tiende a estabilizarse en este tiempo por que la mayoría de las semillas germinan; mientras que las semillas con germinación anormal sólo emiten los cotiledones o el hipocótilo; además manifiesta que el registro de germinación debe realizarse cada dos horas durante 12 horas. 28 Bravo et al. (2013) señalan que el tiempo total de germinación está de- terminado por las transformaciones bioquímicas del almidón en azúcares sencillos (por las enzimas amilazas) y por el crecimiento de la radícula has- ta uno o dos centímetros; así, determinaron que para la quinua Blanca de Junín es a las 24 horas con una longitud de radícula entre 1.0 y 1.5 cm con disminución del 21 % de almidón. Mientras que Botero (2015) indica que el tiempo adecuado para el consumo de germinados de quinua es a los dos a tres días de germinación, cuando la radícula tiene el mismo tamaño de la semilla, aunque se puede dejar crecer unos días más. Humectación o hidratación de las semillas Chaparro et al. (2010) manifiestan que debe realizarse con agua potable por aspersión cada 12 horas, con la finalidad de activar el proceso de germina- ción de las semillas de quinua y evitar la contaminación de estas mediante el agua con ciertos patógenos. 1.4.2. Contenido nutricional Según la tabla 1.1 reportada por Bravo et al. (2013) los granos germinados de quinua durante 24 horas en base seca, presentan un incremento en el contenido de proteínas, hierro, calcio, niacina y ácido ascórbico; mientras que la grasa, ceniza, fibra y fósforo disminuyen, esta última debido a que es consumida por la plántula durante su crecimiento y desarrollo. Cabe resaltar que el contenido de calcio es la que presenta mayor incremento. 29 Tabla 1.1: Análisis proximal, contenido de minerales y vitaminas en base seca de granos de quinua (Chenopodium quinoa) sin germinar y germinadas durante 24 horas. Contenido Quinua sin Quinua nutricional germinar germinada Humedad (%) 10.17 6.94 Grasa (%) 7.83 6.10 Ceniza (%) 3.05 1.50 Proteína (%) 12.94 13.09 Fibra total (%) 4.58 2.68 Hierro (mg %) 4.2 4.56 Calcio (mg %) 85.0 405.44 Fósforo (mg %) 178.1 39.86 Niacina (mg %) 0.95 4.24 Ácido arscórbico (mg %) 0.74 6.20 Fuente: Bravo et al. (2013) (p. 58, 59). Chaparro et al. (2010) mencionan que la germinación en semillas de qui- nua, genera un incremento significativo en la digestibilidad de las proteínas; asimismo, Chaparro et al. (2011) señalan que el contenido de hierro dispo- nible tiende a disminuir a medida que avanza el proceso de germinación, mientras que el contenido de calcio se incrementa significativamente. Jimenez (2012) menciona que la quinua roja Pasankalla germinada pre- senta baja cantidad de grasa, alta cantidad de energía total y proteína (con mayor aporte de aminoácidos esenciales); además, señala que el conte- nido de potasio, calcio, magnesio, sodio, hierro, cobre, manganeso y zinc incrementan su contenido en mas del 100% a diferencia de las semillas sin germinar. Bedón et al. (2013) reportan en quinua var. Hualhuas Blanca que la α- amilasa tiene mayor actividad enzimática a las 36 horas de germinación en 30 condiciones de oscuridad, 22°C y 83% de humedad relativa; además, men- cionan que esta enzima presenta una progresiva aparición en las primeras 36 horas y un descenso entre 42 y 72 horas. 1.4.3. Usos Según Araya y col. (1989) citados por Bravo et al. (2013), los germinados de quinua pueden ser utilizados para incrementar la densidad energética en las preparaciones para niños como las papillas; asimismo, Botero (2015) se- ñala que pueden ser utilizados en ensaladas, sándwiches, sopas, batidos, jugos y según Chancusig (2013) para enriquecer la calidad de fideos. 1.4.4. Conservación Puede ser conservada en refrigeración entre 8 y 15 días (Botero, 2015). 31 CAPÍTULO II MATERIALES Y MÉTODOS Para cumplir con los objetivos planteados, la presente investigación se divi- dió en tres fases, siendo la primera de selección, la segunda de producción de germinados y la tercera de conservación. 2.1. UBICACIÓN El presente trabajo de investigación se realizó en el Laboratorio de Gené- tica y Biotecnología Vegetal de la Escuela Profesional de Agronomía de la Universidad Nacional de San Cristóbal de Huamanga, ubicado en el distrito Ayacucho, provincia Huamanga y región Ayacucho. 2.2. MATERIAL GENÉTICO EMPLEADO Para la fase de selección se utilizaron 98 accesiones de quinua del Ban- co de Germoplasma del Laboratorio de Genética y Biotecnología Vegetal regeneradas el año 2013 (sembradas en febrero y cosechadas de junio a agosto), de las cuales se eligieron diez accesiones con las que se trabajó 32 en la fase de producción de germinados. Finalmente, en la fase de conser- vación, se trabajó con cuatro accesiones que se seleccionaron de la fase de producción de germinados. 2.3. METODOLOGÍA EXPERIMENTAL 2.3.1. Variables y factores en estudio Fase de selección Accesiones de quinua: 98 accesiones (ver tabla 2.1). Fase de producción de germinados Factor AS: accesiones de quinua elegidas en la fase de selección a1 : UNSCHLGBV604052413 a2 : UNSCHLGBV604054313 a3 : UNSCHLGBV604054613 a4 : UNSCHLGBV604054813 a5 : UNSCHLGBV604058013 a6 : UNSCHLGBV604059213 a7 : UNSCHLGBV604059613 a8 : UNSCHLGBV6040510013 a9 : UNSCHLGBV6040511613 a10 : Quinua roja Factor TG: tiempos de germinación tg1 : 24 horas tg2 : 48 horas tg3 : 72 horas 33 Factor TI: tipos de iluminación ti1 : 12 horas luz-12 horas oscuridad ti2 : Luz continua ti3 : Oscuridad continua Fase de conservación En esta fase se trabajaron con germinados producidos con las accesiones UNSCHLGBV604058013, UNSCHLGBV604059613, UNSCHLGBV60405- 11613 y quinua roja, producidas en condiciones de oscuridad continua du- rante 72 horas. Temperatura de almacenamiento: 5°C (en refrigeradora) 8°C (en cámara fría) Temperatura ambiente 2.3.2. Diseño experimental Fase de selección Se utilizó el Diseño Completamente Randomizado (DCR); constitui- do por 98 tratamientos (accesiones del Banco de Germoplasma de quinua-LGBV-EPA-FCA-UNSCH) con tres repeticiones cada uno (en la evaluación de las variables diámetro y espesor de semillas se reali- zaron 10 repeticiones); cuyo modelo aditivo lineal es el siguiente: Yi j = µ +αi + εi j 34 Donde: Yi j : j-ésima observación en la accesión i . µ : media general . αi : efecto de la i-ésima accesión. εi j : error experimental. Fase de producción de germinados Se usó el Diseño Completamente Randomizado (DCR) con arreglo factorial 10AS×3TG×3TI con tres repeticiones cada uno, resultantes de la interacción de las diez accesiones elegidas en la fase de selec- ción (factor AS), por los tres tiempos de germinación (factor TG) y por los tres tipos de iluminación (factor TI), cuyo modelo aditivo lineal es el siguiente: Yi jkl = µ +αi +β j + γk +(αβ )i j +(αγ)ik +(βγ) jk +(αβγ)i jk + εi jkl Donde: Yi jkl : observación l en el nivel i del factor AS, nivel j del factor TG y nivel k del factor TI. µ : media general. αi : efecto del nivel i del factor AS. β j : efecto del nivel j del factor TG. γk : efecto del nivel k del factor TI. (αβ )i j : efecto de la interacción del nivel i del factor AS con el nivel j del factor TG. 35 (αγ)ik : efecto de la interacción del nivel i del factor AS con el nivel k del factor TI. (βγ) jk : efecto de la interacción del nivel j del factor TG con el nivel k del factor TI. (αβγ)i jk : efecto de la interacción del nivel i del factor AS con el nivel j del factor TG y el nivel k del factor TI. εi jkl : efecto del error experimental. Fase de conservación Se utilizó el Diseño Completamente Randomizado (DCR) constituido por tres tratamientos (temperaturas de almacenamiento de 5°C, 10°C y temperatura ambiente) con tres repeticiones por cada tratamiento. El modelo aditivo lineal es el siguiente: Yi j = µ +αi + εi j Donde: Yi j : j-ésima observación en el tratamiento i . µ : media general . αi : efecto del i-ésimo tratamiento. εi j : error experimental . Características de la unidad experimental En la fase de selección la unidad experimental fue diferente para cada va- riable evaluada, siendo 100 semillas para la variable peso de 1000 semillas, 36 una muestra de semillas de quinua para la variable densidad aparente, 10 semillas para las variables diámetro y espesor de semillas, 0.5±0.02 g de quinua para la variable contenido de saponina y para las variables porcen- taje de germinación e índice de conversión, tapers transparentes que con- tienen 100 semillas sobre papel toalla, este último es igual para la fase de producción de germinados. Para la fase de conservación también son ta- pers transparentes pero que contienen 2.0 g de semillas sobre papel toalla. Tratamientos Fase de selección Tabla 2.1: Tratamientos (T) de la fase de selección constituidos por 98 accesio- nes de quinua (Chenopodium quinoa) del Banco de Germoplasma del LGBV. Huamanga-Ayacucho, 2016. T Accesión T Accesión T1 UNSCHLGBV604050113 T27 UNSCHLGBV604053313 T2 UNSCHLGBV604050213 T28 UNSCHLGBV604053413 T3 UNSCHLGBV604050313 T29 UNSCHLGBV604053513 T4 UNSCHLGBV604050513 T30 UNSCHLGBV604053613 T5 UNSCHLGBV604050613 T31 UNSCHLGBV604053813 T6 UNSCHLGBV604050713 T32 UNSCHLGBV604053913 T7 UNSCHLGBV604050813 T33 UNSCHLGBV604054013 T8 UNSCHLGBV604050913 T34 UNSCHLGBV604054113 T9 UNSCHLGBV604051013 T35 UNSCHLGBV604054313 T10 UNSCHLGBV604051313 T36 UNSCHLGBV604054613 T11 UNSCHLGBV604051413 T37 UNSCHLGBV604054713 T12 UNSCHLGBV604051513 T38 UNSCHLGBV604054813 T13 UNSCHLGBV604051613 T39 UNSCHLGBV604054913 T14 UNSCHLGBV604051813 T40 UNSCHLGBV604055113 T15 UNSCHLGBV604052013 T41 UNSCHLGBV604055313 T16 UNSCHLGBV604052113 T42 UNSCHLGBV604055413 T17 UNSCHLGBV604052213 T43 UNSCHLGBV604055513 T18 UNSCHLGBV604052313 T44 UNSCHLGBV604055613 T19 UNSCHLGBV604052413 T45 UNSCHLGBV604055713 T20 UNSCHLGBV604052513 T46 UNSCHLGBV604055813 T21 UNSCHLGBV604052613 T47 UNSCHLGBV604055913 T22 UNSCHLGBV604052713 T48 UNSCHLGBV604056013 T23 UNSCHLGBV604052813 T49 UNSCHLGBV604056113 T24 UNSCHLGBV604053013 T50 UNSCHLGBV604056213 T25 UNSCHLGBV604053113 T51 UNSCHLGBV604056413 T26 UNSCHLGBV604053213 T52 UNSCHLGBV604056713 continúa... 37 continúa... T Accesión T Accesión T53 UNSCHLGBV604056813 T76 UNSCHLGBV6040510013 T54 UNSCHLGBV604056913 T77 UNSCHLGBV6040510213 T55 UNSCHLGBV604057013 T78 UNSCHLGBV6040511513 T56 UNSCHLGBV604057113 T79 UNSCHLGBV6040511613 T57 UNSCHLGBV604057213 T80 UNSCHLGBV6040511713 T58 UNSCHLGBV604057513 T81 UNSCHLGBV6040511813 T59 UNSCHLGBV604057613 T82 UNSCHLGBV6040511913 T60 UNSCHLGBV604057713 T83 UNSCHLGBV6040512013 T61 UNSCHLGBV604057813 T84 UNSCHLGBV6040512213 T62 UNSCHLGBV604057913 T85 UNSCHLGBV6040512313 T63 UNSCHLGBV604058013 T86 UNSCHLGBV6040512513 T64 UNSCHLGBV604058213 T87 UNSCHLGBV6040512613 T65 UNSCHLGBV604058313 T88 UNSCHLGBV6040512713 T66 UNSCHLGBV604058413 T89 UNSCHLGBV6040512813 T67 UNSCHLGBV604058513 T90 UNSCHLGBV6040512913 T68 UNSCHLGBV604058613 T91 UNSCHLGBV6040513013 T69 UNSCHLGBV604058713 T92 UNSCHLGBV6040513113 T70 UNSCHLGBV604058813 T93 UNSCHLGBV6040513313 T71 UNSCHLGBV604059213 T94 UNSCHLGBV6040513413 T72 UNSCHLGBV604059413 T95 UNSCHLGBV6040513513 T73 UNSCHLGBV604059613 T96 Quinua amarilla T74 UNSCHLGBV604059813 T97 Quinua blanca T75 UNSCHLGBV604059913 T98 Quinua roja Fase de producción de germinados Tabla 2.2: Tratamientos (T) constituidos por la interacción de diez accesiones se- leccionada (AS), tres tiempos de germinación (TG) y tres tipos de ilumi- nación (TI) aplicados a las unidades experimentales en la fase de pro- ducción de germinados de quinua (Chenopodium quinoa). Huamanga- Ayacucho, 2016. T AS TG TI T AS TG TI T AS TG TI T1 a1 tg1 ti1 T17 a2 tg2 ti3 T33 a4 tg3 ti2 T2 a1 tg2 ti1 T18 a2 tg3 ti3 T34 a4 tg1 ti3 T3 a1 tg3 ti1 T19 a3 tg1 ti1 T35 a4 tg2 ti3 T4 a1 tg1 ti2 T20 a3 tg2 ti1 T36 a4 tg3 ti3 T5 a1 tg2 ti2 T21 a3 tg3 ti1 T37 a5 tg1 ti1 T6 a1 tg3 ti2 T22 a3 tg1 ti2 T38 a5 tg2 ti1 T7 a1 tg1 ti3 T23 a3 tg2 ti2 T39 a5 tg3 ti1 T8 a1 tg2 ti3 T24 a3 tg3 ti2 T40 a5 tg1 ti2 T9 a1 tg3 ti3 T25 a3 tg1 ti3 T41 a5 tg2 ti2 T10 a2 tg1 ti1 T26 a3 tg2 ti3 T42 a5 tg3 ti2 T11 a2 tg2 ti1 T27 a3 tg3 ti3 T43 a5 tg1 ti3 T12 a2 tg3 ti1 T28 a4 tg1 ti1 T44 a5 tg2 ti3 T13 a2 tg1 ti2 T29 a4 tg2 ti1 T45 a5 tg3 ti3 T14 a2 tg2 ti2 T30 a4 tg3 ti1 T46 a6 tg1 ti1 T15 a2 tg3 ti2 T31 a4 tg1 ti2 T47 a6 tg2 ti1 T16 a2 tg1 ti3 T32 a4 tg2 ti2 T48 a6 tg3 ti1 continúa... 38 continúa... T AS TG TI T AS TG TI T AS TG TI T49 a6 tg1 ti2 T63 a7 tg3 ti3 T77 a9 tg2 ti2 T50 a6 tg2 ti2 T64 a8 tg1 ti1 T78 a9 tg3 ti2 T51 a6 tg3 ti2 T65 a8 tg2 ti1 T79 a9 tg1 ti3 T52 a6 tg1 ti3 T66 a8 tg3 ti1 T80 a9 tg2 ti3 T53 a6 tg2 ti3 T67 a8 tg1 ti2 T81 a9 tg3 ti3 T54 a6 tg3 ti3 T68 a8 tg2 ti2 T82 a10 tg1 ti1 T55 a7 tg1 ti1 T69 a8 tg3 ti2 T83 a10 tg2 ti1 T56 a7 tg2 ti1 T70 a8 tg1 ti3 T84 a10 tg3 ti1 T57 a7 tg3 ti1 T71 a8 tg2 ti3 T85 a10 tg1 ti2 T58 a7 tg1 ti2 T72 a8 tg3 ti3 T86 a10 tg2 ti2 T59 a7 tg2 ti2 T73 a9 tg1 ti1 T87 a10 tg3 ti2 T60 a7 tg3 ti2 T74 a9 tg2 ti1 T88 a10 tg1 ti3 T61 a7 tg1 ti3 T75 a9 tg3 ti1 T89 a10 tg2 ti3 T62 a7 tg2 ti3 T76 a9 tg1 ti2 T90 a10 tg3 ti3 Fase de conservación Tabla 2.3: Tratamientos aplicados a las unidades experimentales en la fase de conservación de germinados de quinua (Chenopodium quinoa). Huamanga-Ayacucho, 2016. Tratamiento Temperatura de conservación (°C) T1 5 T2 8 T3 Temperatura ambiente 2.3.3. Croquis de la distribución de tratamientos La distribución de los tratamientos a las unidades experimentales se realizó completamente al azar, tal como se presenta en las figuras 2.1, 2.2, 2.3, 2.4 y 2.5. 39 40 Fase de selección Figura 2.1: Croquis de distribución de los tratamientos de la fase de selección. Fase de producción de germinados Figura 2.2: Croquis de distribución de los tratamientos de la fase de producción de germinados en condiciones de 12 horas luz-12 horas oscuridad. Figura 2.3: Croquis de distribución de los tratamientos de la fase de producción de germinados en condiciones de luz continua. Figura 2.4: Croquis de distribución de los tratamientos de la fase de producción de germinados en condiciones de oscuridad continua. 41 Fase de conservación Figura 2.5: Croquis de distribución de los tratamientos de la fase de conservación. 2.4. INSTALACIÓN Y CONDUCCIÓN DEL EXPERIMENTO 2.4.1. Fase de selección de accesiones de quinua del banco de ger- moplasma del LGBV Se seleccionaron 98 accesiones de quinua de las 150 accesiones con las que cuenta el Banco de Germoplasma del LGBV (procedentes de las di- ferentes provincias de la región Ayacucho), por disponer con la cantidad adecuada de muestras para realizar las evaluaciones posteriores y por pre- sentar la misma fecha de regeneración en el año 2013; de las cuales se extrajeron 30.0 g de muestra por cada accesión, las cuales fueron almace- nadas en bolsas de papel kraft debidamente identificadas, constituyendo el Germoplasma activo de quinua del LGBV. Limpieza de las muestras Para efectuar la limpieza se realizó la fricción, tamizado, venteado y selec- ción manual de cada muestra; para ello, se utilizaron tamices con abertura de 1.0 mm de diámetro, ventilador y pinzas; logrando separar semillas pe- 42 queñas, semillas partidas, piedras, restos de tallos, perigonios de semillas, polvillos y otros materiales extraños a las semillas de quinua. Conteo de 100 semillas Después de realizar la limpieza de las muestras de semillas se procedió al conteo de 100 semillas utilizando una placa de cartón con 100 hoyos (adaptado de Peretti (1994)), las cuales fueron colocadas en bolsas de pa- pel kraft de 6 cm de ancho por 6 cm de largo, previamente identificados y posteriormente sellados con cinta masking. Desinfección de semillas La desinfección se realizó con hipoclorito de sodio a una concentración de 0.05 % (0.5 ml para 1 l de agua); en la cual fueron remojadas las 100 semi- llas contadas anteriormente durante 10 minutos, luego fueron enjuagadas con agua destilada. Germinación de semillas Para la instalación de la prueba de germinación se utilizaron tapers trans- parentes de plástico, de forma circular con diámetro de 8.0 cm y altura de 4.5 cm; las cuales fueron previamente lavadas con detergente y desinfec- tadas con alcohol. Posteriormente dentro de los tapers se colocaron como sustrato papel toalla, las cuales fueron humedecidas con agua destilada, sobre el cual se colocaron las 100 semillas desinfectadas. Finalmente, los tapers fueron tapados ligeramente y dispuestos en condiciones de labora- torio durante cinco días. 43 Hidratación de semillas Una vez instalados los tapers con las 100 semillas, la hidratación se realizó con agua destilada cada 24 horas. 2.4.2. Fase de producción de germinados En esta fase se trabajaron con las accesiones elegidas en la fase de selec- ción, de la siguiente manera: Conteo de 100 semillas y desinfección Se realizó el conteo de 100 semillas y la desinfección de estas, de las acce- siones elegidas en la fase de selección, siguiendo el mismo procedimiento descrito en la fase de selección. Germinación de las semillas Los tápers utilizados y el acondicionamiento de estos se realizó igual que en la fase de selección, con la diferencia de que las semillas utilizadas fueron de las accesiones elegidas en la fase de selección y que de acuerdo a los factores en estudio, los tápers fueron colocados en biotrón con iluminación de 12 horas para generar condiciones de 12 horas luz-12 horas oscuridad, en cajas de cartón ubicadas en un estante oscuro para generar condiciones de oscuridad continua y al lado de la ventana para que durante el día sean iluminadas por la luz del sol y durante la noche por focos LED de 10 W, generando condiciones de luz continua. Los germinados fueron obtenidos después de 24, 48 y 72 horas de germinación. 44 Hidratación de semillas Se realizó con agua destilada cada 24 horas. 2.4.3. Fase de conservación de germinados Una vez obtenidos los germinados de las accesiones UNSCHLGBV604058013, UNSCHLGBV604059613, UNSCHLGBV6040511613 y quinua roja, produ- cidas en condiciones de oscuridad continua durante 72 horas, fueron colo- cados de acuerdo a los tratamientos establecidos en condiciones de refri- geración a temperaturas de 5°C y 8°C y a temperatura ambiente durante 15 días. 2.5. VARIABLES EVALUADAS 2.5.1. Fase de selección Calidad física Peso de 1000 semillas (g) Se realizó el conteo de 100 semillas, luego el pesado de estas en una balanza analítica de dos decimales y finalmente se efectuó la extrapolación al peso de 1000 semillas mediante la siguiente fórmula: Peso 1000 semillas(g) = 1000×Peso 100 semillas(g) 100 Densidad aparente (g/1000 cm3) Se obtuvo mediante el peso de una determinada cantidad de muestra de semillas de quinua y la lectura del volumen ocupado por este, para lo cual se utilizó una probeta con capacidad de 100 ml y una balanza 45 analítica de dos decimales. Posteriormente se convirtió a g/1000 cm3 de mediante la siguiente fórmula: Densidad aparente ( g/1000cm3)= peso muestra(g)×1000 volumen muestra (ml) Diámetro de semilla (mm) Se registró el diámetro de 10 semillas por tratamiento utilizando regla Vernier en mm. Espesor de semilla (mm) Se registró el espesor de 10 semillas utilizando regla Vernier en mm. Contenido de saponina (%) Se determinó mediante el método de la espuma propuesto por INEN (1988) (ver anexo 1), que consistió en pesar 0.5±0.02 g de granos de quinua por tratamiento y repetición, los cuales fueron colocados en un tubo de ensayo de 15 cm de longitud y 1.6 cm de diámetro con 5 ml de agua destilada, luego se agitó por 30 segundos y se dejó en reposo por 30 minutos, después se volvió a repetir el procedimiento anterior, finalmente se agitó por 30 segundos, se dejó reposar por 5 minutos y luego se efectuó la lectura de la altura de espuma formada, con una regla graduada con precisión de 0.1 cm. Al finalizar el procedimiento se determinó el contenido de saponina presente en los granos anali- zados, mediante la siguiente fórmula. Contenido saponina(%) = (0.646×altura espuma(cm))−0.104 peso muestra(g)×10 46 Calidad fisiológica Porcentaje de germinación (%) Se obtuvo después de cinco días de germinación, mediante el con- teo de semillas germinadas normales; es decir, plántulas con buen desarrollo del eje embrionario. Índice de conversión Se determinó dividiendo el peso de germinados secos (producidos a partir de 100 semillas durante cinco días y secadas por un día en con- diciones de laboratorio) sobre el peso inicial de estas, de la siguiente manera: Índice conversión = peso germinado seco(g) peso 100 semillas(g) 2.5.2. Fase de producción de germinados Porcentaje de germinación (%) Se obtuvo mediante el conteo de las semillas germinadas. Longitud del hipocótilo (cm) Se registró mediante la medición del hipocótilo (desde la cofia hasta el punto más alto de la plántula) con una regla graduada. Índice de conversión Se obtuvo dividiendo el peso de germinados secos (después de un día de secado en condiciones de laboratorio) producidos a partir de 100 semillas sobre el peso inicial de estas, mediante la siguiente fórmula: 47 Índice conversión = peso germinado seco(g) peso 100 semillas(g) Evaluación sensorial (escala hedónica) Se evaluaron las características organolépticas de sabor, olor y color; mediante una escala hedónica de siete puntos (me gusta mucho, me gusta, me gusta ligeramente, ni me gusta ni me disgusta, me disgusta ligeramente, me disgusta y me disgusta mucho). Por la escasa disponibilidad de muestras, estas fueron mezcladas en la variable accesión, teniéndose en total nueve muestras germinadas en 24, 48 y 72 horas en condiciones de luz continua, oscuridad con- tinua y 12 horas luz-12 horas oscuridad. Siendo el arreglo factorial utilizado 3TI×3TG sin repeticiones. Se llevó a cabo en dos sesiones; la primera sesión se realizó en el Ins- tituto de Alta Cocina Juan Pablo II, con la participación de 10 jueces no entrenados (potenciales consumidores), quienes evaluaron diferentes presentaciones de germinados de quinua (croquetas de garbanzón con brotes de quinua, rollitos de espinaca y brotes de quinua, brus- quetas con brotes de quinua y causitas crocantes de yuca en esca- bechado de brotes de quinua) de variedades comerciales de quinua roja, blanca, negra, amarilla y de la mezcla de semillas elegidas en la fase de selección germinadas durante 72 horas. La segunda sesión se llevo a cabo en el LGBV, también con 10 jueces no entrenados (potenciales consumidores), quienes realizaron la eva- 48 luación sensorial de germinados de accesiones elegidas en la fase de selección, germinadas por 24, 48 y 72 horas en condiciones de luz continua, oscuridad continua y 12 horas luz-12 horas oscuridad. La ficha de evaluación se detalla en el anexo 2. Contenido de proteína bruta (%) Se realizó en el Laboratorio de análisis de suelos, plantas, agua y fertilizantes «AGROLAB», mediante el método Kjeldahl (digestión en medio ácido, destilación y titulación), para lo cual los granos germi- nados se secaron en estufa marca Memmert a 70°C por 24 horas y sometidas a una molienda fina. Por la escasa disponibilidad de muestras, estas fueron mezcladas en la variable accesión, teniéndose en total nueve muestras germinadas en 24, 48 y 72 horas en condiciones de luz completa, oscuridad com- pleta y 12 horas luz-12 horas oscuridad, más un testigo constituido por la mezcla de semillas sin germinar. Finalmente el porcentaje de proteína bruta se obtuvo multiplicando el contenido de nitrógeno por el factor 6.25. De la siguiente manera: Proteína bruta(%) = contenido nitrógeno×6.25 Las variables de evaluación sensorial y contenido de proteína bruta se rea- lizaron de manera complementaria, para conocer la aceptación de los ger- minados por los consumidores y la calidad nutricional de estas. 49 2.5.3. Fase de conservación Pérdida de peso (g) Se obtuvo mediante el peso interdiario de los tápers que contenían los germinados, durante 15 días. 2.6. PROCESAMIENTO DE DATOS Fase de selección Se realizó el Análisis de Varianza (ANVA) para determinar si al menos el promedio de uno de los tratamientos difería del resto en las variables eva- luadas. En los que resultaron diferentes se realizaron tablas de distribución de frecuencias y gráficos de histograma con ajuste normal y luego se apli- có una probabilidad de selección del 15 % de los mejores resultados. El procesamiento estadístico se realizó con el software InfoStat versión 2016. Fase de producción de germinados Se efectuó el Análisis de Varianza (ANVA) para todas las variables evalua- das en esta fase, a excepción de la variable contenido de proteína bruta y primera evaluación sensorial, para determinar si al menos el promedio de uno de los tratamientos difería del resto en las variables evaluadas. Para las variables que resultaron diferentes se realizó la prueba de contraste de Tukey (α = 0.05), así como tablas de distribución de frecuencias en las varia- bles primera y segunda evaluación sensorial utilizando el software InfoStat versión 2016. 50 Fase de conservación Se realizaron Análisis de Varianza (ANVA) y pruebas de contraste de Tukey (α = 0.05) utilizando el software InfoStat versión 2016. 51 CAPÍTULO III RESULTADOS Y DISCUSIÓN 3.1. FASE DE SELECCIÓN DE ACCESIONES DE QUINUA DEL BANCO DE GERMOPLASMA DEL LGBV Los cuadrados medios del análisis de varianza de la tabla 3.1, muestra que para el peso de 1 000 semillas, porcentaje de germinación e índice de conversión, existe diferencia altamente significativa, lo cual indica que los promedios de las accesiones difieren estadísticamente entre ellos pa- ra estas variables; por lo que se realizaron las distribuciones de frecuen- cias (ver tablas 3.3, 3.5 y 3.7); mientras que para la densidad aparente no existe diferencia estadística, lo cual indica que los promedios obtenidos de la densidad aparente para todas las accesiones en estudio son iguales estadísticamente; sin embargo, el promedio obtenido (687.59 g/1000 cm3) es superior al reportado por Alfaro (2013), quien encontró una media de 621.34 g/1000 cm3 en la evaluación de 102 accesiones de quinua del ban- co de germoplasma del LGBV de la UNSCH; pero es inferior al reportado por Reynaga et al. (2013), quien obtuvo 739 g/1000 cm3 en quinua real. 52 Tabla 3.1: Cuadrados medios del análisis de varianza del peso de 1000 semillas (P 1000 S), densidad aparente (DA), porcentaje de germinación (PG) e índice de conversión (IC) de accesiones de quinua (tratamientos) de la fase de selección. Huamanga-Ayacucho, 2016. F de V GL Cuadrados Medios P 1000 S (g) DA (g/1000 cm3) PG (%) IC Tratamientos 97 0.58 ** 4205.56 ns 968.65 ** 0.09 ** Error 196 0.02 4255.04 17.65 0.0044 Total 293 CV (%) 5.52 9.49 6.16 11.40 Promedio 2.79 687.59 68.14 0.58 Máximo 3.93 834.04 95.33 0.99 Mínimo 1.70 587.02 6.00 0.01 De igual forma los cuadrados medios del análisis de varianza de la tabla 3.2, muestra que existe diferencia altamente significativa en el diámetro y espesor de semilla; lo cual indica que existe diferencia entre los promedios de las accesiones para estas variables; por lo que se realizaron tablas de distribución de frecuencias (ver tablas 3.9 y 3.11). Tabla 3.2: Cuadrados medios del análisis de varianza de las variables diámetro de semilla (DS) y espesor de semilla (ES) de accesiones de quinua (tratamientos) de la fase de selección. Huamanga-Ayacucho, 2016. Fuente de Variación GL Cuadrados Medios DS (mm) ES (mm) Tratamientos 97 0.13 ** 0.03 ** Error 882 0.02 0.01 Total 979 CV (%) 7.12 9.26 Promedio 1.86 1.01 Máximo 2.04 1.15 Mínimo 1.52 0.86 3.1.1. Peso de 1000 semillas La tabla de distribución de frecuencias 3.3, muestra que el promedio del peso de 1 000 semillas de las 98 accesiones de quinua, fluctúa entre 1.70 y 3.93 g con una media de 2.79 g. Estos resultados están dentro del rango 53 encontrado por Rojas y Pinto (2013), quienes para la colección boliviana de germoplasma de quinua, reportan un rango que oscila entre 1.20 y 6.0 g, asimismo, son similares al obtenido por Gabriel et al. (2013) en la caracte- rización morfológica de 36 cultivares de quinua, el cual oscila entre 2.40 y 3.50 g; así como al reportado por Alfaro (2013) en 102 accesiones de qui- nua del banco de germoplasma del LGBV de la UNSCH, que oscila entre 0.60 y 3.85 g con una media de 2.54 g. La tabla 3.3, señala también que el rango más frecuente corresponde a la categoría media que se encuentra entre 2.59 y 3.04 g con 36 accesiones (37%); además indica que para el conjunto de las 98 accesiones, la distri- bución se aproxima a la normal, por lo que el valor de selección calculado para el 15% de las accesiones superiores es de 3.24 g. Tabla 3.3: Distribución de frecuencias del promedio del peso de 1 000 semi- llas de accesiones de quinua (tratamientos) de la fase de selección. Huamanga-Ayacucho, 2016. Clase Categoría LI LS FA FR 1 Mínimo [ 1.70 2.15 ] 8 0.08 2 Bajo ( 2.15 2.59 ] 22 0.22 3 Medio ( 2.59 3.04 ] 36 0.37 4 Alto ( 3.04 3.48 ] 30 0.31 5 Máximo ( 3.48 3.93 ] 2 0.02 Promedio (g) 2.79 Máximo (g) 3.93 Mínimo (g) 1.70 Xs = ZS+ x 3.24 Nota: LI: límite inferior, LS: límite superior, FA: frecuencia absoluta, FR: frecuencia relativa, Xs = ZS+ x: probabilidad de selección del 15%. El histograma de la figura 3.1, muestra la distribución normal para el conjun- to de las 98 accesiones del peso de 1000 semillas y la selección del 15% de las accesiones superiores a partir de 3.24 g. 54 Figura 3.1: Histograma de frecuencia relativa y ajuste normal para el peso de 1000 semillas y selección del 15%. La tabla 3.4, muestra los promedios del peso de 1000 semillas de las ac- cesiones elegidas para una probabilidad de selección del 15%, siendo 17 las accesiones seleccionadas, con valores que fluctúan entre 3.27 y 3.93 g y una media de 3.37 g. Tabla 3.4: Promedios del peso de 1000 semillas (P 1000 S) de las accesiones seleccionadas que superan el valor de selección 15%. Tratamiento Accesión P 1000 S (g) T96 Quinua amarilla 3.93 T25 UNSCHLGBV604053113 3.53 T46 UNSCHLGBV604055813 3.47 T35 UNSCHLGBV604054313 3.40 T69 UNSCHLGBV604058713 3.40 T73 UNSCHLGBV604059613 3.37 T63 UNSCHLGBV604058013 3.37 T83 UNSCHLGBV6040512013 3.33 T30 UNSCHLGBV604053613 3.30 T38 UNSCHLGBV604054813 3.30 T13 UNSCHLGBV604051613 3.30 T14 UNSCHLGBV604051813 3.30 T79 UNSCHLGBV6040511613 3.28 T12 UNSCHLGBV604051513 3.27 T71 UNSCHLGBV604059213 3.27 T6 UNSCHLGBV604050713 3.27 T9 UNSCHLGBV604051013 3.27 Promedio 3.37 Accesiones seleccionadas: 17 55 3.1.2. Porcentaje de germinación La tabla de distribución de frecuencias 3.5, muestra que el promedio del porcentaje de germinación de las 98 accesiones de quinua, oscila entre 6.00 y 95.33% con una media de 68.14%. Estos resultados están dentro del rango reportado por Pinto y Rojas (2013), quienes encontraron porcen- tajes de germinación que oscilan entre 2 y 98%, en accesiones de quinua almacenadas durante tres años en condiciones de 10°C y 45% de humedad relativa. La amplitud encontrada en el rango de valores se debe a las condiciones de almacenamiento, tal como lo reporta Castellión (2008), quien demuestra que semillas de quinua almacenadas en condiciones ambientales (14% de humedad relativa y temperatura ambiente) durante seis meses, disminuyen su porcentaje de germinación entre 5 y 30%; mientras que almacenadas en banco de germoplasma (6% de humedad relativa y -20°C) mantienen invariables su porcentaje de germinación, por lo que se corrobora que las condiciones de almacenamiento influyen en el porcentaje de germinación por el daño que ocasionan en los tejidos embrionarios, que según Besnier (1989), las vuelven incapaces de realizar las reparaciones de membranas y orgánulos necesarias para iniciar su actividad metabólica. La tabla 3.5, señala también que el rango más frecuente corresponde a la categoría máxima que se encuentra entre 77.46 y 95.33% con 38 acce- siones (39%); además indica que para el conjunto de las 98 accesiones, la distribución se aproxima a la normal, por lo que el valor de selección 56 calculado para el 15% de las accesiones superiores es de 86.76%. Tabla 3.5: Distribución de frecuencias del porcentaje de germinación de acce- siones de quinua (tratamientos) de la fase de selección. Huamanga- Ayacucho, 2016. Clase Categoría LI LS FA FR 1 Mínimo [ 6.00 23.87 ] 2 0.02 2 Bajo ( 23.87 41.73 ] 6 0.06 3 Medio ( 41.73 59.60 ] 22 0.22 4 Alto ( 59.60 77.46 ] 30 0.31 5 Máximo ( 77.46 95.33 ] 38 0.39 Promedio (%) 68.14 Máximo (%) 95.33 Mínimo (%) 6.00 Xs = ZS+ x 86.76 Nota: LI: límite inferior, LS: límite superior, FA: frecuencia absoluta, FR: frecuencia relativa, Xs = ZS+ x: probabilidad de selección del 15%. El histograma de la figura 3.2, muestra la distribución normal para el con- junto de las 98 accesiones del porcentaje de germinación, y la selección del 15% de las accesiones superiores a partir de 86.76%. Figura 3.2: Histograma de frecuencia relativa y ajuste normal para el porcentaje de germinación y selección del 15%. La tabla 3.6, muestra los promedios del porcentaje de germinación de las 57 accesiones elegidas para una probabilidad de selección del 15%, siendo 16 las accesiones seleccionadas, con valores que fluctúan entre 87.00 y 95.33% y una media de 90.19%. Tabla 3.6: Promedios del porcentaje de germinación (PG) de las accesiones se- leccionadas que superan el valor de selección 15%. Tratamiento Accesión PG (%) T96 Quinua amarilla 95.33 T79 UNSCHLGBV6040511613 95.33 T97 Quinua blanca 92.67 T6 UNSCHLGBV604050713 92.33 T63 UNSCHLGBV604058013 91.33 T76 UNSCHLGBV6040510013 90.67 T12 UNSCHLGBV604051513 90.33 T36 UNSCHLGBV604054613 89.67 T89 UNSCHLGBV6040512813 89.00 T19 UNSCHLGBV604052413 89.00 T73 UNSCHLGBV604059613 88.67 T34 UNSCHLGBV604054113 88.67 T47 UNSCHLGBV604055913 88.00 T90 UNSCHLGBV6040512913 87.67 T35 UNSCHLGBV604054313 87.33 T69 UNSCHLGBV604058713 87.00 Promedio 90.19 Accesiones seleccionadas: 16 3.1.3. Índice de conversión La tabla de distribución de frecuencias 3.7, muestra que el promedio del índice de conversión de las 98 accesiones de quinua, oscila entre 0.01 y 0.94, con una media de 0.58. Asimismo, señala que el rango más frecuente corresponde a la categoría alta que se encuentra entre 0.57 y 0.75 con 41 accesiones (42%); además indica que para el conjunto de las 98 accesiones, la distribución se aproxima a la normal, por lo que el valor de selección calculado para el 15% de las accesiones superiores es de 0.76. 58 Tabla 3.7: Distribución de frecuencias del índice de conversión de accesiones de quinua (tratamientos) de la fase de selección. Huamanga-Ayacucho, 2016. Clase Categoría LI LS FA FR 1 Mínimo [ 0.01 0.20 ] 1 0.01 2 Bajo ( 0.20 0.38 ] 12 0.12 3 Medio ( 0.38 0.57 ] 33 0.34 4 Alto ( 0.57 0.75 ] 41 0.42 5 Máximo ( 0.75 0.94 ] 11 0.11 Promedio 0.58 Máximo 0.94 Mínimo 0.01 Xs = ZS+ x 0.76 Nota: LI: límite inferior, LS: límite superior, FA: frecuencia absoluta, FR: frecuencia relativa. El histograma de la figura 3.3, muestra la distribución normal para el con- junto de las 98 accesiones del índice de conversión, y la selección del 15% de las accesiones superiores a partir de un índice de 0.76. Figura 3.3: Histograma de frecuencia relativa y ajuste normal para el índice de conversión y selección del 15%. La tabla 3.8, muestra los promedios del índice de conversión de las acce- siones elegidas para una probabilidad de selección del 15%, siendo 12 las accesiones seleccionadas, con valores de índice de conversión que fluctúan 59 entre 0.77 y 0.99 y una media de 0.87. Tabla 3.8: Promedios del índice de conversión (IC) de las accesiones selecciona- das que superan el valor de selección 15%. Tratamiento Accesión IC T97 Quinua blanca 0.99 T32 UNSCHLGBV604053913 0.94 T79 UNSCHLGBV6040511613 0.93 T36 UNSCHLGBV604054613 0.90 T38 UNSCHLGBV604054813 0.86 T63 UNSCHLGBV604058013 0.85 T71 UNSCHLGBV604059213 0.85 T98 Quinua roja 0.84 T76 UNSCHLGBV6040510013 0.83 T35 UNSCHLGBV604054313 0.82 T19 UNSCHLGBV604052413 0.81 T73 UNSCHLGBV604059613 0.77 Promedio 0.87 Accesiones seleccionadas: 12 3.1.4. Diámetro de semilla La tabla de distribución de frecuencias 3.9, muestra que el promedio del diámetro de semilla de las 98 accesiones de quinua, fluctúa entre 1.52 y 2.04 mm, con una media de 1.86 mm. Estos resultados están dentro del rango encontrado por Rojas y Pinto (2013), quienes en la colección bolivia- na de germoplasma de quinua, reportan un rango que oscila entre 1.03 y 2.66 mm; asimismo, son similares al obtenido por Gabriel et al. (2013) en la caracterización morfológica de 36 cultivares de quinua, el cual oscila entre 1.90 y 3.00 mm; así como al reportado por Alfaro (2013) en 102 accesiones de quinua del banco de germoplasma del LGBV de la UNSCH, que oscila entre 1.54 y 3.37 mm. La tabla 3.9, señala también que el rango más frecuente corresponde a la categoría alta que se encuentra entre 1.83 y 1.94 mm con 43 accesiones 60 (44%); además indica que para el conjunto de las 98 accesiones, la distri- bución se aproxima a la normal, por lo que el valor de selección calculado para el 15% de las accesiones superiores es de 1.96 mm. Tabla 3.9: Distribución de frecuencias del diámetro de semilla de accesiones de quinua (tratamientos) de la fase de selección. Huamanga-Ayacucho, 2016. Clase Categoría LI LS FA FR 1 Mínimo [ 1.52 1.62 ] 8 0.08 2 Bajo ( 1.62 1.73 ] 2 0.02 3 Medio ( 1.73 1.83 ] 18 0.18 4 Alto ( 1.83 1.94 ] 43 0.44 5 Máximo ( 1.94 2.04 ] 27 0.28 Promedio (mm) 1.86 Máximo (mm) 2.04 Mínimo (mm) 1.52 Xs = ZS+ x 1.96 Nota: LI: límite inferior, LS: límite superior, FA: frecuencia absoluta, FR: frecuencia relativa, Xs = ZS+ x: probabilidad de selección del 15%. El histograma de la figura 3.4, muestra la distribución normal para el con- junto de las 98 accesiones del diámetro de semilla, y la selección del 15% de las accesiones superiores a partir de 1.96 mm. Figura 3.4: Histograma de frecuencia relativa y ajuste normal para el diámetro de semillas y selección del 15%. 61 La tabla 3.10, muestra los promedios del diámetro de semilla de las ac- cesiones elegidas para una probabilidad de selección del 15%, siendo 16 las accesiones seleccionadas, con valores que van de 1.97 a 2.04 mm y 1.99 mm de promedio. Tabla 3.10: Promedios del diámetro de semilla (DS) de las accesiones selecciona- das que superan el valor de selección 15%. Tratamiento Accesión DS (mm) T96 Quinua amarilla 2.04 T79 UNSCHLGBV6040511613 2.02 T69 UNSCHLGBV604058713 2.02 T55 UNSCHLGBV604057013 2.01 T35 UNSCHLGBV604054313 2.00 T90 UNSCHLGBV6040512913 2.00 T9 UNSCHLGBV604051013 1.99 T63 UNSCHLGBV604058013 1.99 T6 UNSCHLGBV604050713 1.99 T73 UNSCHLGBV604059613 1.98 T48 UNSCHLGBV604056013 1.98 T78 UNSCHLGBV6040511513 1.98 T74 UNSCHLGBV604059813 1.97 T5 UNSCHLGBV604050613 1.97 T71 UNSCHLGBV604059213 1.97 T72 UNSCHLGBV604059413 1.97 Promedio 1.99 Accesiones seleccionadas :16 3.1.5. Espesor de semilla La tabla de distribución de frecuencias 3.11, muestra que el promedio del espesor de semillas de las 98 accesiones de quinua, oscilan entre 0.86 y 1.15 mm, con una media de 1.01 mm. Estos resultados son similares al reportado por Gabriel et al. (2013), quienes en la caracterización morfoló- gica de 36 cultivares de quinua, reportan un rango que oscila entre 0.90 y 1.00 mm de espesor de grano. Asimismo, la tabla 3.11, señala que el rango más frecuente corresponde a la categoría media que se encuentra entre 0.98 y 1.03 mm con 38 accesiones, que representan el 39 % del total; ade- 62 más de acuerdo con la tabla 3.11 para el conjunto de las 98 accesiones, la distribución se aproxima a la normal, por lo que el valor de selección calculado para el 15 % de las accesiones superiores es de 1.07 mm. Tabla 3.11: Distribución de frecuencias del espesor de semilla de accesiones de quinua (tratamientos) de la fase de selección. Huamanga-Ayacucho, 2016. Clase Categoría LI LS FA FR 1 Mínimo [ 0.86 0.92 ] 4 0.04 2 Bajo ( 0.92 0.98 ] 25 0.26 3 Medio ( 0.98 1.03 ] 38 0.39 4 Alto ( 1.03 1.09 ] 23 0.23 5 Máximo ( 1.09 1.15 ] 8 0.08 Promedio (mm) 1.01 Máximo (mm) 1.15 Mínimo (mm) 0.86 Xs = ZS+ x 1.07 Nota: LI: límite inferior, LS: límite superior, FA: frecuencia absoluta, FR: frecuencia relativa, Xs = ZS+ x: probabilidad de selección del 15%. El histograma de la figura 3.5, muestra la distribución normal para el con- junto de las 98 accesiones del espesor de semilla, y la selección del 15% de las accesiones superiores a partir de 1.07 mm. Figura 3.5: Histograma de frecuencia relativa y ajuste normal para el espesor de semillas y selección del 15%. 63 La tabla 3.12, muestra los promedios del espesor de semilla de las acce- siones elegidas para una probabilidad de selección del 15%, siendo 13 las accesiones seleccionadas, con valores que van de 1.08 a 1.15 mm y una media de 1.11 mm. Tabla 3.12: Promedios del espesor de semilla (ES) de las accesiones selecciona- das que superan el valor de selección 15%. Tratamiento Accesión ES (mm) T66 UNSCHLGBV604058413 1.15 T35 UNSCHLGBV604054313 1.13 T71 UNSCHLGBV604059213 1.13 T63 UNSCHLGBV604058013 1.11 T76 UNSCHLGBV6040510013 1.11 T72 UNSCHLGBV604059413 1.10 T73 UNSCHLGBV604059613 1.10 T98 Quinua roja 1.10 T2 UNSCHLGBV604050213 1.09 T38 UNSCHLGBV604054813 1.09 T79 UNSCHLGBV6040511613 1.0